A diamin-oxidáz Knockout egerek nem túlérzékenyek az orálisan vagy szubkután beadott hisztaminra

Absztrakt

1. Célkitűzés

Az endogén diamin-oxidáz (DAO) szerepének felmérése az exogén hisztamin inaktiválásában, megnövekedett hisztaminérzékenységű egértörzs megtalálása, valamint az rhDAO hatékonyságának tesztelése hisztamin provokációs modellben.

2. Módszerek

A diamin-oxidáz knockout (KO) egereket orálisan és szubkután beadott hisztaminnal, az -adrenerg blokkolóval, a propranolollal, a két hisztamin-N-metiltranszferáz (HNMT) gátlóval, a metoprénnel és a takrinnal, valamint az akut vesekárosodást utánzó folsavval fertőztük, majd kezeltük. rekombináns humán DAO-val. A test maghőmérsékletét szubkután beültetett mikrochippel mértük, és a hisztamin plazmaszintjét homogén időfelbontású fluoreszcencia vizsgálattal határoztuk meg.

3. Eredmények

A test maghőmérséklete és a plazma hisztamin szintje nem különbözött szignifikánsan a vad típusú (WT) és DAO KO egerek között orális és szubkután hisztamin-fertőzés után akut vesekárosodással vagy anélkül, vagy HNMT-inhibitorok adásával. A rekombináns humán DAO-val végzett kezelés 63 százalékkal csökkentette a magtesthőmérséklet-csökkenés átlagos görbe alatti területét (AUC) (p=0,002), a klinikai pontszámot pedig 88 százalékkal (p).<0.001). The AUC of the histamine concentration was reduced by 81%.

4. Konklúziók

Az exogén hisztamin inaktiválását nem az enzimatikus lebomlás és a vese szűrése irányítja. A rekombináns humán DAO-val végzett kezelés erősen csökkentette a hisztamin által kiváltott magtesthőmérséklet-csökkenést és a hisztaminkoncentrációt, és megakadályozta a súlyos klinikai tünetek kialakulását.

Kulcsszavak

Amin-oxidáz (réz tartalmú) · Hisztamin N-metiltranszferáz · Akut vesekárosodás · Anyagcsere · Takrin · Metoprin · Testhőmérséklet

Kattintson ide a Cistanche-kiegészítő megvásárlásához

Bevezetés

Az emberben lévő hisztamin több mint 95 százaléka hízósejtekben és bazofilekben raktározódik. Ugyanez valószínűleg sok emlősre igaz. Emberben a hízósejt-sűrűség a gyomor-bél traktusban, a bőrben és a tüdőben a legmagasabb [1], következésképpen ezek a szervek hisztamin-indukálta tüneteket mutatnak olyan betegségekben, amelyek egyértelműen a hízósejt-aktiválással járnak. A hisztamin lokális intersticiális koncentrációja akut degranuláció után elérheti a 10-1000 µMs-t [2, 3, lásd az online forrásokat]. Emberben a kutyákhoz és a sertésekhez hasonlóan a normál plazma hisztaminkoncentráció 1 ng/ml (9 nM) alatt van, és a tünetek már néhány nanogramm/ml-nél kezdenek kialakulni [4–7]. Szignifikáns hipotenzió megnövekedett pulzusszámmal 5 ng/ml-től mérhető, és ha a szint 10 ng/ml fölé emelkedik, a bronchospasmus, szívritmuszavarok, súlyos hipotenzió és koszorúér-görcsök kialakulása életveszélyes többrendszerű diszfunkcióhoz vezethet [8, 9]. A hisztamin nemcsak az értágulatban, az érpermeabilitás növekedésében, a hipoxiában és az érödéma kialakulásában vesz részt, hanem gyulladást elősegítő szerepet is mutat, amely befolyásolja az adaptív immunrendszert az immuneffektor sejtek toborzása, érése és aktiválása révén. Ezenkívül szerepet játszik a veleszületett immunrendszerben, mivel kölcsönhatásba lép dendrites sejtekkel, természetes gyilkos sejtekkel és granulocitákkal [10, 11].

A hisztamin kiindulási koncentrációja egerekben és patkányokban megbízható módszerekkel mérve 20 és 100 ng/ml között van, ezért sokszor magasabb, mint az emberben [6, 7]. Nem világos, hogy ezek a magas hisztaminszintek játszanak-e fiziológiai szerepet. A rágcsálók köztudottan rezisztensek a hisztaminnal szemben, különböző egértörzsekben 3000–4000, illetve 400–500 mg/kg halálos dózissal (LD50) orális és intravénás adagolás után [12, 13]. A plazma hisztamin csúcskoncentrációja 400 mg/kg-os bolusban adott 20 g-os egérben körülbelül 8 mg/ml lenne, 1 ml-es plazmatérfogatot feltételezve. Amikor emberben anafilaxiát váltottak ki ellenőrzött darázscsípés által, a 140 ng/ml-es hisztaminkoncentráció súlyos, életveszélyes hipotenzióval járt [14]. Hogyan metabolizálódik és inaktiválódik a hisztamin?

A hisztamin átlagosan 13 százalékban kötődik a plazmafehérjékhez, és szabadon szűrődik a vesékben [15]. A glomeruláris filtrációs ráta (GFR) elméletileg körülbelül 15–20%-kal járulhat hozzá az egészséges önkénteseknél tapasztalt 3–4 perces felezési időhöz [5, lásd az online forrásokat]. Normál 100 ml/perc GFR és 3000 ml plazmatérfogat mellett a hisztamin felezési ideje 20 perc lenne. Egerekben a normál 10 µl/perc/g GFR 3 perces hisztamin felezési időt eredményez [16, lásd az online forrásokat]. Mindazonáltal a hisztamin magas extrakciós sebességet mutat a vesében, meghaladva a GFR alapján mért sebességet, és ez az extrakció a proximális tubuláris sejtekbe történő felvételének és reabszorpciójának tulajdonítható a szerves kationtranszporter 2-n (OCT2) keresztül, amelyet enzimatikus inaktiváció követ [17, ld. lent]. Emberben a befecskendezett radioaktív hisztamin kevesebb mint 1 százaléka volt megtalálható a vizeletben az első 6 órában [18]. Mások is megerősítették a hisztamin kiválasztásának alacsony arányát az emberekben, ami kutyáknál és macskáknál is megfigyelhető [19]. Egerek és patkányok szöveteiben az injektált radioaktivitás több mint 50 százaléka a vesében található, és kevesebb, mint 2 százaléka hisztamin formájában 30 perccel az intravénás beadás után [20]. A vesék voltak a legmagasabb radioaktivitású szerv is nagy dózisú hisztamin beadása után patkányoknál [21]. Az OCT2 transzporter erősen expresszálódik az emberi és rágcsáló vesében, és felelős lehet mind a hisztamin plazmakompartmentből való kivonásáért, mind a hisztaminnak az elsődleges vizeletszűrletben a proximális tubuláris sejtekbe történő visszaszívásáért [22, lásd alább].

Az extracelluláris hisztamin gyors transzportja az intersticiális folyadékból a hízósejtekből vagy a plazmából az endoteliális sejtektől távolabbi más kompartmentekbe egy másik lehetőség a hisztamin inaktiválására. Ez gátolhatja az endothel nitrogén-monoxid-szintáz (NOS) jelátvitelén és a hisztaminreceptorokhoz való kötődésen keresztül közvetített súlyos hipotenzió és vaszkuláris szivárgás kiváltását [23–25]. Azonban nem állnak rendelkezésre in vivo állatkísérletek a hisztaminnak a szisztémás keringésből az endoteliális vagy parenchimális sejtekbe történő szállítási sebességére vonatkozóan. Számos in vitro vizsgálatban a hisztamin kétirányú transzportja az alacsony affinitású, nagy kapacitású OCT2 és OCT3 segítségével [22, 26, 27]. A hisztamin kiváló szubsztrátja a patkány OCT2 és OCT3 transzportereinek, és magasabb transzporthatékonyságot mutat, mint az ekvivalens humán OCT fehérjék [26].

Herba Cistanche

Ha alacsony koncentrációjú radioaktív hisztamint használnak egerekben, úgy tűnik, hogy a hisztamin-N-metil-transzferázon (HNMT) keresztül történő metiláció az inaktiválás fő útja. Az egerek nagyobb dózisú hisztaminnal történő kihívása azonban az anyagcserét imidazol-ecetsavra (IMAA) és ribozid konjugátumokra tolja, és csak kis mennyiségű metilezett származékot észleltek [28–30]. A HNMT-knock-out egerekben az ötszörösére emelkedett kiindulási szérum hisztaminkoncentráció alátámasztja ezeket az adatokat [31]. Az imidazol-ecetsavat a diamin-oxidáz (DAO) hisztamin oxidációja során állítják elő, imidazol-acetaldehidet felszabadítva, amely IMAA- és ribozid-származékokká alakul, főként a májban. Úgy tűnik, hogy a hisztamin DAO-n keresztüli oxidációja nagyobb szerepet játszik a hisztamin katabolizmusában egereknél orális fertőzés után, ami nem meglepő, tekintve, hogy egerekben a DAO expressziója csak a gyomor-bél traktusban magas [30]. Ha emberben orális hisztamin-terhelést hajtanak végre, a DAO-n keresztüli oxidatív dezamináció a domináns katabolikus útvonal, ahol az IMAA a fő vizelet metabolit [18].

A diamin-oxidáz egy réztartalmú amin-oxidáz, és egyike annak a két enzimnek, amelyek képesek a hisztamint inaktiválni [32]. A kiválasztott szövetekben, főleg a vékonybélben és a vese proximális tubuláris sejtjeiben a DAO rosszul meghatározott intracelluláris szemcsés struktúrákban található, és extracellulárisan kötődik heparán-szulfát proteoglikánokhoz, míg a HNMT csak a citoplazmában van jelen [33, 34]. A HNMT expressziója széles körben elterjedt az egész szervezetben, magasabb szintje a központi idegrendszerben, a hólyagban, a szívben, a vesékben, a májban, a tüdőben és a zsírszövetben található.

A DAO aminoguanidinnel történő gátlása után a juhok a hisztamin toxicitás kiterjedt klinikai tüneteit mutatták orális hisztamin kezelés után az aminoguanidin előkezelés nélküli kontrollokhoz képest [35]. Egy sertésekkel végzett hasonló kísérlet súlyos morbiditást és mortalitást eredményezett az aminoguanidinnel előkezelt, majd orális hisztaminnal fertőzött állatokban [36]. A medián plazma hisztaminkoncentráció 20-szeresére nőtt a DAO-gátlásos sertésekben. Patkányok aminoguanidinnel, majd orális hisztaminnal történő kezelése megnövelte a vizelet IMAA-értékét és körülbelül ötszörösére csökkentette a hisztamin koncentrációt [37]. Ezek az adatok azt mutatták, hogy a DAO döntő szerepet játszik az exogén orálisan beadott hisztamin lebontásában.

Egerekben az aminoguanidin kezelés erősen növelte a hisztamin koncentrációt a bélben intravénás hisztamin-fertőzés után [30]. Az aminoguanidin azonban nem specifikus DAO-gátló, hanem blokkolja mindhárom NOS enzimet, és úgy tűnik, hogy blokkolja a vér hisztamin transzportját a szövetekbe [38, 39]. A burimamid, a hisztamin-receptor 2 antagonista beadása káros hatásokat mutatott, megnövekedett mortalitás mellett patkányok keringési sokk modelljében. Ugyanakkor ugyanakkor publikálták, hogy a burimamid egy erős DAO-gátló [40, 41]. Kutyákban a burimamid 17-szeresére növelte a plazma átlagos hisztaminkoncentrációját és erőteljesen csökkentette az átlagos artériás nyomást [42]. Úgy gondolták, hogy a hatás a hízósejt-aktivációnak köszönhető.

Hasonlóképpen, a HNMT szerepét metilhisztamin, mint HNMT-inhibitor alkalmazásával vizsgálták, de a metil-hisztamin is kiváló szubsztrátja a DAO-nak [43]. Az amodiakin és a kinakrin erős HNMT-inhibitorok [44–46], de 50 százalékos gátlókoncentrációval (IC50) is gátolják a DAO-t, körülbelül 500 nM [47, nem publikált adatok]. Ezért a gyakran magas koncentrációban alkalmazott inhibitorok felhasználásával nyert adatokat óvatosan kell értelmezni, mivel ismert és ismeretlen off-target hatások valószínűek, és jelentősen torzíthatják az in vivo vizsgálatok élettani relevanciáját.

A metabolikus vizsgálatok némi jelzést adhatnak a két enzim fontosságáról a hisztamin lebontásában, de a hisztamin katabolizmusa elválasztható a fiziológiai vagy patofiziológiai hatásoktól. A kompartmentális hisztamin-koncentrációk kritikusak lehetnek, és az anyagcsere lehet downstream.

Ezért úgy döntöttünk, hogy a DAO knock-out (KO) egeret használjuk a DAO szerepének tanulmányozására az exogén hisztamin lebontásában. A másik kulcsfontosságú cél egy fokozott hisztaminérzékenységű egérmodell kifejlesztése volt, amely lehetővé teszi a hisztamin szerepének jobb tanulmányozását különböző genetikai mutáns törzsekben, valamint a rekombináns humán DAO hatékonyságának tesztelését hisztamin kihívás modellben.

Cistanche kapszula

Anyag és módszerek

Állatmodellek

A kísérleteket 10–18- hetes C57BL6/J Aoc1tm1b(EUCOMM)Hmgu (DAO) KO egerekkel és vad típusú (WT) alomtársakkal végeztük. A heterozigóta embriókat a European Mouse Mutant Archive (München, Németország) biztosította, és álterhes C57BL6/N egerekbe ültették be. A heterozigóta C57BL6/J utód egereket PCR-rel igazolták (lásd az online forrásokat), és a továbbiakban DAO KO egerek tenyésztésére használták őket a Bécsi Orvostudományi Egyetem Orvosbiológiai Kutatási Osztályán a GZ 66 állatprotokoll szerint.009/{ {14}}WF/V/3b/2016. Minden állatkísérletet a GZ 66 protokoll szerint végeztünk.009/0258- V/3b/2019. A kísérleti protokollokat az osztrák Oktatási, Tudományos és Kutatási Minisztérium hagyta jóvá. Az állatokat 12:12 órás nappali-éjszakai ciklusban tartottuk 22 fokon vízzel és táplálékkal ad libitum. A nem invazív hőmérsékletmérésekhez transzpondert (IPTT-300, BioMedic Data Systems Inc., USA) ültettek be szubkután a kísérlet előtt 2 héttel, rövid izoflurán érzéstelenítéssel. A transzponder egy másodpercen belül háromszor méri meg a hőmérsékletet, és ezeknek a méréseknek az átlagát a ketrec kívülről leolvasó segítségével rögzíti. Ezt az átlagértéket használjuk fel a további számításokhoz. Ezeket a szubkután transzpondereket arra használják, hogy elkerüljék az állatok túlzott manipulálását, és megakadályozzák a rektális hőmérsékletszondák ismételt behelyezéséből adódó sérüléseket [48]. Számos állatfajnál, beleértve a rágcsálókat is, kimutatták, hogy a hisztamin adagolása csökkenti a testhőmérsékletet, és ez a hisztamin hatásainak legkorszerűbb mérési módszere [49, 50]. A megfigyelési időszak alatt a klinikai tüneteket tapasztalt állatorvos értékelte a közzétett túlérzékenységi pontszám alapján [51]. A pontszám 0-tól (tünetek nélkül) 1-ig (fej és orr dörzsölése és vakarása), 2-ig (csökkent aktivitás, fokozott légzésszámmal és/vagy csökkent aktivitással, száj- és szemkörnyéki duzzanat), 3-ig (nehezített légzés, farok körüli cianózis) változott. és a szájban, sípoló légzés) és 4 (nincs aktivitás a bökkenő vagy remegés és görcsök után). Az 5 pont a halált jelentette. Minden provokációs kísérletet 9:00 és 11:00 óra között kezdtünk, hogy elkerüljük a napszaktól függő eltéréseket [52].

Általános kísérleti elrendezés

Minden anyagot 5 ml/kg mennyiségben alkalmaztunk. A propranololt (P0884, Sigma-Aldrich, Ausztria) sóoldatban oldottuk, és intraperitoneálisan (ip) alkalmaztuk 2 mg/kg koncentrációban 20 perccel a hisztaminnal szembeni provokáció előtt, hogy növeljük a hisztamin iránti érzékenységet [53]. A hisztamin-dihidrokloridot (H7250, Sigma-Aldrich, Ausztria) kétszer desztillált (dd) H2O-ban oldottuk, majd sóoldattal tovább hígítottuk. Minden megadott hisztaminkoncentráció a hisztaminbázisra vonatkozik (111,15 Dalton).

1. A hisztamin orális és szubkután beadása

Az egereket összesen 60 percig koplaltuk. 40 perces koplalás után propranololt adtunk be, majd 20 perccel később hisztamint alkalmaztunk 30 mg/kg per os (po) koncentrációban orális szondán keresztül. A szubkután (sc) fertőzési modellben az egerek vagy 50 mg/kg koncentrációban kaptak hisztamint propranolol nélkül vagy 5 mg/kg propranolollal. A plazma hisztamin koncentrációjának meghatározásához az egerek egy alcsoportját a hisztamin-fertőzés után különböző időpontokban 10 mg/kg xilazinnal és 100 mg/kg ketaminnal érzéstelenítettük. Citrátplazmát gyűjtöttünk altatott egerekből szívpunkcióval. Időpontonként és genotípusonként 1-5 egeret használtunk.

2. Egyidejű hisztamin-N-metiltranszferáz (HNMT) gátlás

A metoprint (M338835, Toronto Research Chemicals, Kanada) 10%-os tejsavban (L1875, Sigma-Aldrich, Ausztria) oldottuk fel, sóoldattal tovább hígítottuk, és intraperitoneálisan adtuk be 3 mg/kg dózisban 1 órával az 5 mg/kg hisztaminnal való fertőzés előtt. A Tacrine-t (A79922, Sigma-Aldrich, Ausztria) ddH2O-ban oldottuk, majd sóoldattal tovább hígítottuk, majd 10 mg/kg-ot alkalmaztunk ip 1 órával a 25 mg/kg hisztamin sc és 2 mg/kg propranolol előtt. 2 mg/kg Tacrine ip koncentrációt alkalmaztunk 30 mg/kg hisztaminnal, po. 2 mg/kg propranolollal kombinálva.

Szabványosított Cistanche

3. Akut vesekárosodás (AKI) indukálása hisztamin-fertőzés előtt

Folic acid (F7876, Sigma-Aldrich, Austria) was reconstituted in ddH2O, further diluted in saline, and applied i.p. at a concentration of 100 mg/kg 48 h before challenge with 5 mg/kg s.c. histamine and 2 mg/kg propranolol. The degree of acute kidney injury was estimated using plasma creatinine values. As a cut-off for inclusion, a creatinine value of at least threefold above the mean baseline value was used as described [54]. Baseline plasma creatinine concentrations of 0.11 and 0.17 mg/dl were measured in two mice and therefore an inclusion cut-off of>42 mg/dl-t választottunk. Szívpunkcióval vett citrátplazmát használtunk a kreatinin mérésére Cobas analizátor (Cobas C311 analizátor, Roche, Svájc) segítségével. A plazma hisztamin-koncentrációinak különböző időpontokban történő meghatározásához a propranolollal végzett sc hisztamin-fertőzés során akut vesekárosodás esetén időpontonként két-négy egeret elaltattunk, és szívpunkcióval citrátplazmát gyűjtöttünk.

4. DAO mentés hisztamin beadása után

Mutált heparinkötő motívummal rendelkező rekombináns humán (rh)DAO-t (Gludovacz és mtsai [55]) alkalmaztak intravénásan (iv) 4 mg/kg koncentrációban 40 perccel a 2 mg/kg propranolol és 60 perccel a 2 mg/kg propranolol alkalmazása előtt. perccel a fertőzés előtt 5 mg/kg szubkután hisztaminnal.

A hisztamin és a DAO plazmakoncentrációjának meghatározásához az egereket 4 mg/kg DAO-val vagy iv. pufferrel kezeltük 60 perccel a fertőzés előtt 5 mg/kg szubkután hisztaminnal kombinálva 2 mg/kg propranolollal. Az egereket különböző időpontokban érzéstelenítettük. A citrátplazmát szívpunkcióval gyűjtöttük össze időpontonként két-három egértől. A vért 3,8%-os nátrium-citrátban vettük, és egy részét azonnal összekevertük diminazen-aceturáttal (D7770, Sigma-Aldrich, Ausztria), így 10 µM végső koncentrációt kaptunk, amely gátolja a hisztamin rhDAO általi lebomlását.

Gén expressziós elemzés

A szövetmintákat sokk-lefagyasztottuk folyékony nitrogénben, és a teljes RNS-t a FavorPrep Tissue Total RNA Kit (FATRK001, Favorgen, Tajvan) segítségével nyertük ki, miután a szöveteket lizálócsövekkel (Lysing Matrix E, MP Biomedicals, Németország) homogenizáltuk. egy Precellys 24-en (Bertin Instruments, Franciaország). A reverz transzkripciót a OneScript Plus cDNS szintézis készlettel (G236, ABM Good, Kanada) végeztük. A kvantitatív PCR-hez BrightGreen Express 2× Mastermixet (MasterMix-EL, ABM Good, Kanada) használtunk. A DAO, a HNMT és a hisztidin-dekarboxiláz (HDC) exonokat átfogó primerjeit Primer3 szoftverrel tervezték (1. online forrás táblázat). A normalizáláshoz az RPLP0 housekeeping gént használtuk [56].

Nyugat folt

Western blot analízishez a fagyasztott szövetmintákat 20 mM K-foszfát pufferben (pH 7,2) lizálócsövek (Lysing Matrix E tubes, MP Biomedicals, Németország) segítségével Precellys 24-en (Bertin Instruments, Franciaország) lizáltuk. . A teljes fehérjekoncentrációt a QuantiPro BCA Assay Kit (QPBCA-1KT, Sigma, Ausztria) segítségével határoztuk meg. A poliakrilamid gélelektroforézishez 40 µg teljes fehérjét és 40 ng rekombináns egér DAO-t (az EG, Természeti Erőforrások és Élettudományi Egyetem, Bécs, Ausztria, a [57]-ben leírt módszerekkel) választottunk el 12 százalékos Tris-glicin géllel. 4561043, Bio-Rad, USA). Egy monoklonális ABP1 antitestet (sc-515908, Santa Cruz, USA) használtunk a DAO kimutatására 0,4 µg/ml koncentrációban, és egy monoklonális GAPDH antitestet (2118, Cell Signal Technology, USA) terhelésként. kontroll 1:2000 hígításnál. A monoklonális anti-egér IgG-HRP antitestet (A2554, Sigma Aldrich, Ausztria) és az anti-nyúl IgG-HRP antitestet (A0545, Sigma Aldrich, Ausztria) alkalmaztuk kimutatási antitestként 1:40 000 hígításban. A képeket Clarity Max Western ECL Substrate (1705062, BioRad, USA) felhasználásával készítettük ChemiDoc Imaging System-en (17001401, Bio-Rad, USA).

Cistanche tubulosa

DAO aktivitásmérés

A különböző szövethomogenizátumok diamin-oxidáz aktivitását, valamint a metoprén és takrin gátlást a leírtak szerint mértük [58]. A fagyasztott szövetmintákat 20 mM K-foszfát pufferben (pH 7,2) lizáltuk Precellys 24 lizálócsövek segítségével. A teljes fehérjekoncentrációt QuantiPro BCA Assay Kit segítségével határoztuk meg, és a különböző szövetekből származó 500 µg összfehérje-kivonatokat 120 percig inkubáltuk. orto-aminobenzaldehid (oABA) és ddH2O vagy 200 µM cadaverin (CAD). A delta-1-piperidin, a CAD autociklizációs terméke DAO-val végzett dezaminálás után, oABA-val kondenzálva fluorofort képez, amely EX440/30 és EM620/40 nm-en mérhető. A DAO-gátlás meghatározásához az rhDAO-t metoprénnel és takrinnal előinkubáltuk különböző koncentrációkban 30 percig, és a fent leírtak szerint mértük.

A DAO aktivitás meghatározásához 200 µg/ml fehérjekoncentrációjú szövethomogenizátumokat kevertünk össze HRP-vel (végső koncentráció 1,2 µg/ml, P6782, Sigma-Aldrich, Ausztria) és aminoguanidinnel (végső koncentráció 10 µM, 396494, Sigma-Aldrich). (Ausztria) vagy K-foszfát puffert (pH 7,2) adtunk hozzá, és 15 percig 37 °C-on inkubáltuk. Amplex red™-et (végső koncentráció 100 µM, A12222, Thermo Scientific, USA) adtunk hozzá, és a reakciókat 200 µM végső putreszcin koncentráció hozzáadásával indítottuk el (51799, Sigma-Aldrich, Ausztria). Negatív kontrollként kálium-foszfát puffert (pH 7,2) használtunk. A mintákat 37 fokon inkubáltuk, és 10 percenként mértük 120 percig EX550 és EM590 nm-en. A DAO-specifikus jelet úgy számítottuk ki, hogy a K-foszfát puffert tartalmazó mintákból kivontuk az aminoguanidint, egy erős és irreverzibilis DAO inhibitort.

A plazma DAO-aktivitás mérésére iv Rhoda-t kapott egerekben a Quaroni professzor (Cornell University, Ithaca, NY) által biztosított anti-DAO 8/119 hibridóma sejtvonal klónjából származó monoklonális antitestet és Amplex red™-et használtunk. A magas fehérjekötő képességű fekete fluoreszcens lemezeket (475 515, Thermo Scientific Nunc, Dánia) 100 µl 5 µg/ml anti-DAO 8/119-el vontuk be 50 mM karbonát-bikarbonát pufferben ( C3041, Sigma-Aldrich, Ausztria), inkubáltuk egy éjszakán át 4 fokon, majd blokkoltuk 120 µl 1%-os BSA-val (A4503, Sigma-Aldrich, Ausztria) 50 percig szobahőmérsékleten. Miután blokkoltuk 100 µl plazmamintát és standardot, előzetesen PBS-ben 1:10 arányban hígítottuk, és 1 órán át szobahőmérsékleten inkubáltuk. Ezután 90 µl torma-peroxidázt (végső koncentráció 1,2 µg/ml) és Amplex red™-et (végső koncentráció 100 µM) adtunk hozzá 0,1% BSA-t tartalmazó PBS-ben, és a reakciókat 10 µl putreszcin (végső koncentráció 200 µM) vagy PBS hozzáadásával indítottuk el. A fluoreszcenciát 37°-on mértük 5 percenként 120 percen keresztül EX550 és EM590 nm segítségével. A mosóoldat 0,1 százalékos Tween-20 (P1379, Sigma-Aldrich, Ausztria) volt PBS-ben. Egérplazmában 3-30 ng/ml rhDAO standard görbét készítettünk. Minden mérést két párhuzamosban végeztünk.

Hisztamin mérések

A hisztaminkoncentráció mérésére 10 µM diminazen-aceturátot (D7770, Sigma-Aldrich, Ausztria) tartalmazó citrátplazmát használtunk a hisztamin homogén időfelbontású fluoreszcencia (HTRF) dinamikus kittel (62HTMDPET, Cisbio, Franciaország). A készletet a gyártó utasításai szerint használták. A mennyiségi meghatározáshoz a C57Bl/6J egerek egyesített plazmájának hisztamin standard görbéjét használtuk. Minden hisztaminkoncentráció a hisztaminbázisra vonatkozik, és minden mérést két párhuzamosban végeztünk.

Statisztikai analízis

A statisztikai elemzéseket a GraphPad Prism 8.4-es verziójával végeztük.0. (GraphPad Software Inc. San Diego). A szöveti homogenizátumok DAO-aktivitásában mutatkozó különbségek statisztikai szignifikanciáját ismételt mérésű ANOVA-val számítottuk ki Geisser-Greenhouse korrekcióval. A görbék alatti területet (AUC) az egyes magtesthőmérséklet mérésekből és a klinikai pontszámokból egy kísérlet során hasonlították össze kétoldalas, páratlan t-tesztekkel Welch-korrekció nélkül. A csoportok közötti plazma hisztamin koncentrációkat kétutas ANOVA-val hasonlítottuk össze. A különböző genotípusú, akut vesekárosodással vagy anélkül, DAO-t vagy puffert kapott egerek közötti plazma hisztamin-koncentrációjának összehasonlításához az egyes alcsoportok hiányzó értékeinek figyelembevétele érdekében az adatokat intervallumokba csoportosítottuk (genotípusok: 5, 1{{) 14}}, 20, 30, 40, 45, 60 perc; akut vesekárosodás: 0, 10–15, 20–30, 40–45 és 60 perc; DAO: 0, 10, 30 és 45 min). Kétoldalú, párosítatlan t-tesztet alkalmaztunk a plazma kreatinin-koncentrációinak különbségeinek tesztelésére 100 mg/kg folsavval és anélkül kezelt egereknél. A statisztikai szignifikancia meghatározása p<0.05 in all tests.

Cistanche kivonat

Következtetés

A DAO KO egerek lényegében megkülönböztethetetlenek voltak a WT egerektől, exogén orális és szubkután hisztamin-kihívást alkalmazva. A HNMT részvétele a hisztamin inaktiválásában, ami a tünetek csökkenéséhez vezet – a legjobb esetben mérsékelt, de a farmakológiai gátlás eredményei előzetesnek tekinthetők. A HNMT metoprénnel történő gátlásával kapcsolatos adatok azt mutatták, hogy az endogén DAO részt vesz a hisztamin inaktiválásában. A vesék részt vesznek a hisztamin keringésből történő gyors kivonásában, de a hétszeres emelkedést mutató 509 Diamin-oxidáz-kiütött egerek nem túlérzékenyek az orálisan vagy szubkután adagolásra… 1 3 a hisztaminkoncentráció nem jelent túlzott fenotípust a központi hőmérsékleten mérve. veszteség, mint fenotípusos leolvasás. A rekombináns humán vagy egér DAO alkalmazása alátámaszthatja vagy elvetheti a hisztamin szerepét különböző állatmodellekben, amelyeknél feltételezhető a hízósejt-degranuláció, amelyet gyors és masszív hisztaminfelszabadulás kísér, vagy a hisztidin-dekarboxiláz enzim fokozott indukciója, majd a frissen szintetizált felszabadulás. hisztamin órákon át. Érdemes lehet tanulmányozni egy valódi kettős KO-egér tenyésztését a DAO és a HNMT gén inaktív másolataival, ha életképes. A DAO vagy a HNMT egyetlen KO egerei nem mutatnak nyilvánvaló fenotípusokat. [nem publikált adatok, 31] Hasonlóképpen, a két fő hisztamin transzporter, az OCT2 és az OCT3 szerepének tesztelése a hisztamin által kiváltott fenotípusos változásokban lehetővé teheti számunkra, hogy jobban megértsük a hisztamin által közvetített tünetek kialakulásának hátterében álló mechanizmusokat rágcsálókban és következésképpen potenciálisan emberekben is. A felfedezése óta több mint 100 éven át tartó jelentős kutatási erőfeszítések ellenére még mindig van még mit tennünk a hisztamin katabolizmus valódi megértéséhez.

Hivatkozások

1. Boehm T, Ristl R, Joseph S és mtsai. Metabolom és lipidom rendellenességek súlyos hízósejt aktiválási esemény során indolens szisztémás mastocytosisban szenvedő betegben. J Allergy Clin Immunol. 2021. https://doi.org/10.1016/j.jaci.2021.03.043. 2. Packard KA, Khan MM. A hisztamin hatása a Th1/Th

2 citokin egyensúly. Int Immunopharmacol. 2003;3:909–20. https://doi.org/ 10.1016/S1567-5769(02)00235-7.

3. Hesterberg R., Sattler J., Lorenz W és munkatársai. Hisztamintartalom, diamin-oxidáz aktivitás és hisztamin-metiltranszferáz aktivitás az emberi szövetekben: tény vagy fikció? Ügynökök műveletei. 1984;14:325–34. https://doi.org/10.1007/BF01973821.

4. Dyer J, Warren K, Merlin S és mtsai. Plazma hisztamin mérése: továbbfejlesztett módszer leírása és normál értékek. J Allergy Clin Immunol. 1982;70:82–7. https://doi.org/10.1016/ 0091-6749(82)90233-0.

5. Pollock I, Murdoch RD, Lessof MH. Plazma hisztamin és klinikai tolerancia az infúzióban beadott hisztaminnal szemben normál, atópiás és csalánkiütéses alanyokban. Ügynökök műveletei. 1991;32:359–65. https://doi.org/10. 1007/BF01980899.

6. Liu J, Wang L, Hu W és mtsai. UHPLC–MS/MS módszer kidolgozása plazma hisztamin meghatározására különböző emlősfajokban. J Chromatogr B. 2014;971:35–42. https:// doi.org/10.1016/j.jchromb.2014.08.043.

7. Xu Y, Kang T, Dou D és mtsai. Az injekciók által kiváltott anafilaktoid reakció állatmodelljének értékelése és optimalizálása. Asian Pac J Allergy Immunol. 2015;33:330–8. https://doi.org/ 10.12932/AP0619.33.4.2015.

8. Maintz L, Novak N. Hisztamin és hisztamin intolerancia. Am J Clin Nutr. 2007;85:1185–96. https://doi.org/10.1093/ajcn/85.5. 1185.

9. Ginsburg R, Bristow MR, Kantrowitz N, et al. A klinikai koszorúér-görcs hisztamin provokációja: a variáns angina pectoris patogenezisére vonatkozó következmények. Am Heart J. 1981;102:819–22. https://doi.org/10.1016/0002-8703(81) 90030-2.

10. O'Mahony L, Akdis M, Akdis CA. Az immunválasz és a gyulladás szabályozása hisztamin és hisztamin receptorok által. J Allergy Clin Immunol. 2011;128:1153–62. https://doi. org/10.1016/j.jaci.2011.06.051.

11. Thurmond RL, Gelfand EW, Dunford PJ. A hisztamin H1 és H4 receptorok szerepe az allergiás gyulladásban: új antihisztaminok keresése. Nat Rev Drug Discov. 2008;7:41–53. https://doi.org/10.1038/nrd2465.

12. Pericin C, Thomann P. A kliokinol, hisztamin és kloroform akut toxicitásának összehasonlítása különböző egértörzsekben. In: Chambers PL, Günzel P, szerkesztők. Egyes célszervekre gyakorolt ​​toxikus hatás mechanizmusa. Berlin: Springer; 1979. p. 371–3.

13. Lamanna C, Ross HE. A halálos toxikus dózis viszonya az egér testtömegéhez. Toxicol Appl Pharmacol. 1968;13:307–15. https://doi.org/10.1016/0041-008X(68)90104-X.

14. Van der Linden P, Hack C, Poortman J és munkatársai. A rovarcsípés kihívás 138 betegben: összefüggés az anafilaxia klinikai súlyossága és a hízósejt-aktiváció között. J Allergy Clin Immunol. 1992;90:110–8. https://doi.org/10.1016/S0091-6749(06) 80017-5.

15. Williams WR, Shale DJ. A vazoaktív mediátorok in vitro kiszorítása a plazmafehérjékből: a neuromuszkuláris blokkoló gyógyszerek pszeudoallergiás reakcióinak lehetséges mechanizmusa. Br J Anaesth. 1992;69:508–10. https://doi.org/10.1093/bja/69.5.508.

16. Sasaki Y, Iwama R, Sato T et al. A glomeruláris filtrációs sebesség becslése éber egerekben egyszerűsített egyenlet segítségével. Physiol Rep. 2014;2:e12135. https://doi.org/10.14814/phy2.12135.

17. Helander CG, Lindell SE, Westling H. A C14--vel jelölt hisztamin vesén keresztül történő eltávolítása a vérből emberben. Scand J Clin Lab Investig. 1965. https://doi.org/10.1080/00365516509083360.

18. Sjaastad O, Sjaastad ÖV. Az orálisan beadott l4C-hisztamin katabolizmusa emberben. Acta Pharmacol Toxicol. 1974;34:33–45. https://doi.org/10.1111/j.{9}}.1974.tb02011.x.

19. Schayer RW. A hisztamin metabolizmusa különböző fajokban. Br J Pharm Chemoth. 1956;11:472–3. https://doi.org/10.1111/j. 1476-5381.1956.tb00020.x.

20. Snyder SH, Axelord J, Bauer H. A C14-hisztamin sorsa állati szövetekben. J Pharmacol Exp Ther. 1964;144:373–9.

21. Rose B, Browne JSL. Az intravénásan beadott hisztamin megoszlása ​​és eltűnésének sebessége patkányban. Am J Physiol. 1938;124:412–20. https://doi.org/10.1152/ajplegacy.1938.124.2. 412.

22. Koepsell H, Lips K, Volk C. Polyspecifc szerves kation transzporterek: szerkezet, funkció, fiziológiai szerepek és biofarmakon implikációk. Pharm Res. 2007;24:1227–51. https://doi.org/ 10.1007/s11095-007-9254-z.

23. Lantoine F, Iouzalen L, Devynck MA, et al. Az emberi endotélsejtek hisztamin által stimulált nitrogén-monoxid-termeléséhez Ca2 plusz beáramlás szükséges. Biochem. 1998;330:695–9. https://doi.org/10.1042/ bj3300695.

24. Mikelis CM, Simaan M, Ando K és társai. A RhoA és a ROCK hisztamin által kiváltott vaszkuláris szivárgást és anafilaxiás sokkot közvetítenek. Nat Commun. 2015;6:6725. https://doi.org/10.1038/ncomms7725.

25. Ashina K, Tsubosaka Y, Nakamura T és mtsai. A hisztamin az érrendszeri hiperpermeabilitást indukálja azáltal, hogy fokozza a véráramlást és az endothel gát megszakítását in vivo. PLoS ONE. 2015;10:e0132367. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0132367.

26. Schömig E, Lazar A, Gründemann D. Extraneuronális monoamin transzporter és szerves kation transzporterek 1 és 2: a szállítás hatékonyságának áttekintése. In: Sitte HH, Freissmuth M, szerkesztők. Neurotranszmitter transzporterek. Berlin: Springer; 2006. p. 151–80.

27. Ohtsu H. Haladás a hízósejteken végzett allergia szignálkutatásban: a hisztamin szerepe immunológiai és szív- és érrendszeri betegségekben, valamint a hisztamin szállítórendszere a sejtben. J Pharmacol Sci. 2008;106:347–53. https://doi.org/10.1254/jphs.FM0070294.

28. Karjala SA, Turnquest B, Schayer RW. A radioaktív hisztamin vizelet metabolitjai. J Biol Chem. 1956;219:9–12. https://doi. org/10.1016/S0021-9258(18)65762-X.

29. Schayer RW. A hisztamin fiziológiás mennyiségének katabolizmusa in vivo. Physiol Rev. 1959;39:116–26. https://doi.org/10.1152/physrev.1959.39.1.116.

30. Reilly MA, Schayer RW. In vivo vizsgálatok a hisztamin katabolizmusáról és gátlásáról. Br J Pharmacol. 1970;38:478–89. https://doi. org/10.1111/j.{7}}.1970.tb10590.x.

31. Naganuma F, Nakamura T, Yoshikawa T et al. A hisztamin N-metiltranszferáz szabályozza az agressziót és az alvás-ébrenlét ciklust. Sci Rep. 2017;7:15899. https://doi.org/10.1038/s41598-017-16019-8.

32. McGrath AP, Hilmer KM, Collyer CA, et al. A humán diamin-oxidáz szerkezete és gátlása. Biokémia. 2009;48:9810–22. https://doi.org/10.1021/bi9014192.

33. Schwelberger HG. Az emlős diamin-oxidáz szöveti és szubcelluláris lokalizációjának elemzése konfokális lézer pásztázó fluoreszcens mikroszkóppal. Infamm Res. 1998;47:60–1. https://doi.org/ 10.1007/s000110050273.

34. Nishibori M, Tahara A, Sawada K et al. A hisztamin N-metiltranszferáz neuronális és vaszkuláris lokalizációja a szarvasmarha központi idegrendszerében. Eur J Neurosci. 2000;12:415–24. https://doi.org/ 10.1046/j.1460-9568.2000.00914.x.

35. Sjaastad ÖV. A juhok szájon át adott hisztaminnal szembeni érzékenységének fokozása aminoguanidin által. Az amino-guanidin hatása az endogén hisztamin vizelettel történő kiválasztására. Exp Physiol. 1967;52:319–30. https://doi.org/10.1113/expphysiol.1967.sp001 918.

36. Sattler J, Häfner D, Klotter HJ et al. Élelmiszer-indukált hisztamin, mint epidemiológiai probléma: A plazma hisztamin emelkedése és hemodinamikai elváltozások orális hisztamin adása és a diamin-oxidáz (DAO) blokkolása után. Ügynökök műveletei. 1988;23:361–5. https://doi.org/10.1007/BF02142588.

37. Bowman MA, Simell OG, Peck AB és mtsai. Az aminoguanidin beadásának farmakokinetikája és hatása a cukorbetegség gyakoriságára nem elhízott cukorbeteg egerekben. J Pharmacol Exp Ther. 1996;279:790–4.

38. Matejovic M, Krouzecky A, Martinkova V, et al. Szelektív indukálható nitrogén-monoxid-szintáz gátlás hosszú távú hiperdinamikus sertés bakterémia során. Sokk. 2004;21:458–65. https://doi. org/10.1097/00024382-200405000-00010.

39. Alderton WK, Cooper CE, Knowles RG. Nitrogén-oxid szintázok: szerkezet, funkció és gátlás. Biochem J. 2001;357:593–615. https://doi.org/10.1042/bj3570593.

40. Altura BM, Halevy S. A hisztamin H1- és H2-receptor antagonisták előnyös és káros hatásai keringési sokkban. PNAS. 1978;75:2941–4. https://doi.org/10.1073/pnas.75.6.2941.

41. Thomas LL, Bochner BS, Lichtenstein LM. Humán polimorfonukleáris leukociták eredetű hisztamináz aktivitás gátlása H-2 antagonistákkal. Biochem Pharmacol. 1978;27:2562–5. https:// doi.org/10.1016/0006-2952(78)90327-1.

42. Thermann M, Lorenz W, Schmal A et al. A H1- és H2- receptor antagonisták hatása a keringési rendszerre és az endogén plazma hisztamin koncentrációjára kutyákban. Ügynökök műveletei. 1977;7:97–101. https://doi.org/10.1007/BF01964888.

43. Elmore BO, Bollinger JA, Dooley DM. Humán vese diamin-oxidáz: heterológ expresszió, tisztítás és jellemzés. J Biol Inorg Chem. 2002;7:565–79. https://doi.org/10. 1007/s00775-001-0331-1.

44. Duch DS, Bowers SW, Nichol CA. Az agy hisztaminszintjének emelkedése a hisztamin N-metil-transzferáz diaminopirimidin inhibitoraival. Biochem Pharmacol. 1978;27:1507–9. https://doi. org/10.1016/0006-2952(78)90109-0.

45. Horton JR, Sawada K, Nishibori M és mtsai. A hisztamin N-metiltranszferáz gátlásának strukturális alapja különböző gyógyszerek által. J Mol Biol. 2005;353:334–44. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2005. 08.040.

46. ​​Horton JR, Sawada K, Nishibori M és mtsai. A humán hisztamin-metiltranszferáz két polimorf formája: szerkezeti, termikus és kinetikai összehasonlítás. Szerkezet. 2001;9:837–49. https://doi.org/10.1016/S0969-2126(01)00643-8.

47. Duch DS, Bacchi CJ, Edelstein MP, et al. A hisztamin metabolizmus gátlói in vitro és in vivo: összefüggések az antitripanoszomális aktivitással. Biochem Pharmacol. 1984;33:1547–53. https:// doi.org/10.1016/0006-2952(84)90426-X.

48. Hox V, Desai A, Bandara G és mtsai. Az ösztrogén növeli az anafilaxiás sokk súlyosságát nőstény egerekben az endoteliális nitrogén-monoxid-szintáz fokozott expressziója és a nitrogén-monoxid-termelés révén. J Allergy Clin Immunol. 2015;135:729-736.e5. https://doi.org/ 10.1016/j.jaci.2014.11.003.

49. Packman EW, Rossi GV, Harrisson JWE. A hisztamin és az antihisztaminok hatása a testhőmérsékletre. J Pharm Pharmacol. 1953;5:301–10. https://doi.org/10.1111/j.2042-7158.1953.tb139 90.x.

50. Morris SC, Perkins C, Potter C és mtsai. Az IgE által közvetített anafilaxia gyógyszeres gátlásának optimalizálása egerekben. J Allergy Clin Immunol. 2021;149:671–84. https://doi.org/10.1016/j.jaci.2021.06.022.

51. Li XM, Serebrisky D, Lee SY és mtsai. A földimogyoró-anafilaxiás rágcsálómodell: A fő mogyoró-allergénre adott T- és B-sejtes válaszok utánozzák az emberi reakciókat. J Allergy Clin Immunol. 2000;106:150–8. https://doi.org/10.1067/mai.2000.107395.

52. Hasegawa A, Watanabe M, Osada H és mtsai. A glükokortikoidok hatása az IgE-, hisztamin- és thrombocyta-aktiváló faktor által közvetített szisztémás anafilaxia napszaktól függő változásaira különböző egértörzsekben. Biochem Biophys Res Commun. 2018;495:2184–8. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2017.12.099.

53. Fishel CW, Szentivanyi A, Talmage DW. Az egerek hisztaminnal és szerotoninnal szembeni szenzitizálása és deszenzitizálása neurohumorokkal. J Immunol. 1962;89:8–18.

54. Stallons LJ, Whitaker RM, Schnellmann RG. Elnyomott mitokondriális biogenezis folsav által kiváltott akut vesekárosodásban és korai fibrózisban. Toxicol Lett. 2014; 224:326–32. https://doi. org/10.1016/j.toxlet.2013.11.014.

55. Gludovacz E, Schuetzenberger K, Resch M, et al. A humán diamin-oxidáz heparinkötő motívummutációi lehetővé teszik egy első osztályú hisztamin-lebontó biogyógyszer kifejlesztését. Elife. 2021;10:e68542. https://doi.org/10.7554/eLife. 68542.

56. Eissa N, Kermarrec L, Hussein H, et al. A referenciagének megfelelősége a hírvivő RNS normalizálására egér 2,4-dinitrobenzolszulfonsav (DNBS) által kiváltott vastagbélgyulladásban kvantitatív valós idejű PCR segítségével. Sci Rep. 2017;7:42427. https://doi.org/10. 1038/srep42427.

57. Gludovacz E, Maresch D, Bonta M, et al. A kínai hörcsög petefészek (CHO) sejtekben termelt rekombináns humán diamin-oxidáz (rhDAO) jellemzése. J Biotechnol. 2016;227:120–30. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2016.04.002.

58. Boehm T, Karer M, Gludovacz E, et al. A diamin-oxidáz aktivitásának egyszerű, érzékeny és specifikus mennyiségi meghatározása komplex mátrixokban újonnan felfedezett természetes szubsztrátokból származó fluoroforok segítségével. Infamm Res. 2020;69:937–50. https://doi.org/10. 1007/s00011-020-01359-5.

59. Matsumura Y, Tan EM, Vaughan JH. Hisztaminnal szembeni túlérzékenység és szisztémás anafilaxia farmakológiai béta-adrenerg blokáddal rendelkező egerekben: nukleotid védelem. J Allergy Clin Immunol. 1976;58:387–94. https://doi.org/10.1016/0091- 6749(76)90119-6.

60. Hunter AJ, Murray TK, Jones JA et al. A tetrahidroamino-akridin kolinerg farmakológiája in vivo és in vitro. Br J Pharmacol. 1989;98:79–86. https://doi.org/10.1111/j.{7}}. 1989.tb16865.x.

61. Rabe M, Schaefer F. Vesebetegség nem transzgenikus egérmodellei. Nephron. 2016;133:53–61. https://doi.org/10.1159/00044 5171.

62. Miyamoto Y, Nakano S, Kaneko M és mtsai. Új szintetikus proteáz inhibitor klinikai értékelése nyitott szívműtétben. Hatása a plazma szerotonin és hisztamin felszabadulására és a vér megőrzésére. ASAIO. 1992;38:M395-8. https://doi.org/10.1097/00002480- 199207000-00063.

63. Race onkológia – precíziós onkológia. https://www.raceoncology. com/. Hozzáférés: 2021. november 23

64. Myers JW, Von Hof DD, Kuhn JG és társai. A bisantren infúzióval kapcsolatos anafilaktoid reakciók. Nyomozó új gyógyszerek. 1983;1:85–8. https://doi.org/10.1007/BF00180195.

65. Reilly MA, Schayer RW. További vizsgálatok a hisztamin katabolizmusáról in vivo. Br J Pharmacol. 1971;43:349–58.

66. Malinski T, Taha Z, Grunfeld S et al. A nitrogén-monoxid diffúziója az aorta falában porfirin mikroszenzorokkal in situ monitorozva. Biochem Biophys Res Commun. 1993;193:1076–82. https://doi. org/10.1006/bbrc.1993.1735.

67. Ginsburg M, Wajda I, Waelsch H. Transzglutamináz és hisztamin beépülése in vivo. Biochem Pharmacol. 1963;12:251–64. https://doi.org/10.1016/0006-2952(63)90148-5.

68. Vowinckel J, Stahlberg S, Paulmann N, et al. A glutaminmaradékok hisztaminilezése egy új poszttranszlációs módosulás, amely a G-fehérje jelátvitelében szerepet játszik. FEBS Lett. 2012;586:3819–24. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2012.09.027.

69. McNally W, Roth M, Young R et al. A takrin szöveti eloszlásának kvantitatív teljes test autoradiográfiás meghatározása patkányokban intravénás vagy orális dózis után. Pharm Res. 1989;6:924–32. https://doi.org/10.1023/A:1015933210803.

70. Cumming P, Reiner PB, Vincent SR. A patkányagy hisztamin-N-metiltranszferáz gátlása 9-amino-1,2,3,4-tetrahidroakridinnel (THA). Biochem Pharmacol. 1990;40:1345–50. https://doi.org/10. 1016/0006-2952(90)90402-7.

71. Cavallito JC, Nichol CA, Brenckman WD és munkatársai. A dihidrofolát-reduktáz lipidoldékony inhibitorai. I. A pirimetamin, a metoprén és az etorfin kinetikája, szöveti eloszlása ​​és metabolizmusának mértéke patkányban, kutyában és emberben. Drug Metab Dispos. 1978;6:329–37.

72. Nishibori M, Oishi R, Itoh Y et al. 9-Amino-1, 2, 3, 4-A tetrahidroakridin a hisztamin-N-metiltranszferáz erős inhibitora. Jpn J Pharmacol. 1991;55:539–46. https://doi.org/10.1254/jjp.55. 539.

73. Hough LB, Khandelwal JK, Green JP. Az agy hisztamin metabolizmusának gátlása metoprénnel. Biochem Pharmacol. 1986;35:307–10. https://doi.org/10.1016/0006-2952(86)90530-7.

74. Kaneko H, Koshi S, Hiraoka T et al. A vese poszt-ischaemiás reperfúziós sérülésének gátlása diamin-oxidáz által. Biochim Biophys Acta. 1998;1407:193–9. https://doi.org/10.1016/S0925- 4439(98)00039-8.

75. Koshi S, Inoue M, Obayashi H és mtsai. A vékonybél poszt-ischaemiás reperfúziós károsodásának gátlása diamin-oxidázzal. Biochim Biophys Acta. 1991;1075:231–6. https://doi.org/10.1016/ 0304-4165(91)90271-H.

Matthias Karer1 · Marlene Rager-Resch1 · Teresa Haider2 · Karin Petroczi1 · Elisabeth Gludovacz3 · Nicole Borth3 · Bernd Jilma1 · Thomas Boehm1

1 Klinikai Farmakológiai Tanszék, Orvostudományi Egyetem Bécsi, Waehringer Guertel 18-20, 1090 Bécs, Ausztria

2 Neurofiziológiai Osztály, Agykutatási Központ, Bécsi Orvostudományi Egyetem, Bécs, Ausztria

3 Biotechnológiai Tanszék, Természeti Erőforrások és Élettudományi Egyetem, Bécs, Ausztria