A rizsprotein-hidrolizátumok antioxidáns, fehérítő és öregedésgátló tulajdonságainak értékelése

Kapcsolatba lépni:joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Hui-Ju Chen 1,2, Fan-Jhen Dai 2, Cheng-You Chen 3, Siao-Ling Fan 2, Ji-Hong Zheng 4, Yu-Chun Huang 2, Chi-Fai Chau 1, Yung-Sheng Lin 3, 4,5* és Chin-Shuh Chen 1,*

Absztrakt:A növényi eredetű fehérje-hidrolizátumok potenciálisan alkalmazhatók a táplálkozásban. A rizsprotein-hidrolizátumok (RPH-k), amelyek kiváló fehérjeforrások, felkeltették a figyelmet a kozmetikai szerek fejlesztésében. Azonban kevés tanulmány számolt be az RPH-analízis lehetséges alkalmazásáról, és ez a tanulmány megvizsgálta azokatantioxidánsa bőröregítő enzimek aktivitása és gátló hatása. Az eredmények azt mutatták, hogy az összes fenol- és flavonoidkoncentráció 2.06 ± 0,13 mg gallusz-ekvivalens/g RPH és 25,96 ± 0.52 µg kvercetin ekvivalens/g RPH, illetőleg. Az RPH-k dózisfüggő aktivitást mutattak az 1,1-difenil-2-pikrilhidrazil [maximális gátló koncentráció (IC50) fele (= 42.58 ± 2,1 mg/g RPHs)] és 2 szabad gyökök megkötésében ,20-azino-bisz (3-etilbenzotiazolin-6-szulfonsav) (IC50=2.11 ± 0,88 mg/g RPHs), dózisfüggő redukciós kapacitás (6,95 ± 1,40) mg C-vitamin egyenérték/g RPH) és oxigéngyök-abszorpciós kapacitás (473 µmol Trolox egyenérték/g RPH). A hialuronidáz 50 százalékos gátlásához szükséges RPH oldat koncentrációi éstirozinázaktivitását 8,91 és 107,6 mg/ml-nek határoztuk meg. Ez a tanulmány kimutatta, hogy az RPH-k rendelkeznekantioxidáns, antihialuronidáz és antitirozináz aktivitások a jövőbeni kozmetikai alkalmazásokhoz.

Kulcsszavak:rizsprotein-hidrolizátum;antioxidáns; hialuronidáz;tirozináz; kozmetika

cistanchefehérítéshatása bőrön, hogyantioxidáns

1. Bemutatkozás

Az ultraibolya sugárzásnak való kitettség felelős a fényöregedésért (vagy külső öregedésért); A sejtmetabolizmusban és a biológiai funkciók romlásában keletkező, egymással ellentétes, reaktív oxigénfajták felelősek a belső öregedésért [1,2]. A feldolgozott élelmiszerek gyakran tartalmaznak természetes anyagokatantioxidánsokpéldául katechinek, aszkorbinsav, tokoferolok, rozmarinsav és különböző növényekből származó fenolos kivonatok. A természetes antioxidánsokkal kapcsolatos kutatások ma már nem hagyományos származásúak. Természetes eredetűantioxidánsokkívánatosabbak, mint a vegyi úton előállítottakantioxidánsokmivel egyes szintetikus antioxidánsokról kimutatták, hogy rákkeltőek [3]. A rizs (Oryza sativa) világszerte, különösen az Ázsiában élők fő tápláléka. A földkerekség éves rizstermelése körülbelül 741 millió tonna [4]. Az ázsiai országokban a jelentések szerint több mint 2 milliárd ember energiabevitelének 75 százalékát a rizs adja [5]. A kiterjedt rizstermelés ennek megfelelő mennyiségű mellékterméket eredményez. A rizstermesztési folyamat maradékterméke tartalmazza a gabonafehérje nagy részét (~60-85 százalék), de kidobják, vagy állatok táplálására használják [6-8]. A különféle fehérje-hidrolizátumokból nyert peptidek potenciálisan működnekantioxidánsok[9]. Ezért a természetes és nem mérgező antioxidánsok potenciálisan kivonhatók az élelmiszer-fehérje-hidrolizátumokból. Számos tudós használt lipidben gazdag modelleket, és fehérje-hidrolizátumokról, valamint tej-, zein- és szójafehérje-peptidekről számolt be, amelyek döntő fontosságú antioxidáns tulajdonságokkal rendelkeznek, beleértve a szabad gyökök megkötését, az élelmiszerek és az in vitro lipidperoxidáció gátlását, valamint az átmeneti fémek kelátképződését [10- 12].

A hialuronsav (HA) segít megfiatalítani a bőrt, mert növeli a viszkozitást, nedvességet tartalmaz, és kevésbé áteresztővé teszi az extracelluláris folyadékokat. Kiváló vízmegtartó képességének köszönhetően a HA növeli a bőr fiatalságát, hidratáltságát és simaságát, valamint csökkenti a ráncok mértékét [13,14]. Sajnos a bőr HA-szintje természetesen csökken az életkorral. A hialuronidáz egy enzim, amely elpusztítja a HA-t, ami a bőr erejének, rugalmasságának és nedvességtartalmának elvesztését okozza, ami viszont a bőr öregedéséhez vezet. Ezért a ráncok a hialuronidáz gátlásával és a bőr HA-tartalmának fenntartásával kezelhetők [15,16]. A melanint termelő enzimtirozinázlétfontosságú szerepet játszik a melanin termelési folyamat sebességkorlátozó lépésében. Ezért a pigmentációs rendellenességeket általában kezelik, és a bőr ragyogását gátlással vagy leszabályozással érik eltirozináztevékenység [17,18].

Számos tanulmány kimutatta, hogy a gabonafehérje-hidrolizátumok és a belőlük nyerhető peptidek antioxidáns, vérnyomáscsökkentő és daganatellenes hatásúak [19,20]. Fokozatosan felismerik az élelmiszer-eredetű peptidek és fehérjék pozitív hozzájárulását az emberi egészséghez [21]. A fogyasztók egyre inkább igénylik, hogy a kozmetikai és egészségügyi ipar természetes bioaktív vegyületeket használjon. A rizsprotein-hidrolizátumok (RPH-k) kiváló fehérjeforrásként keltették fel a figyelmet. Azonban kevés tanulmány számolt be az RPH-k jellemzéséről és funkcionális elemzéséről. Ezért ez a tanulmány értékelte az antioxidáns aktivitást és a hialuronidázt éstirozináz- az RPH-k gátló hatásai.

2. Eredmények és megbeszélés

2.1. Teljes fenolkoncentráció (TPC) és teljes flavonoid tartalom (TFC)

A TPC vizsgálat standardja többféle koncentrációjú galluszsav volt. A nagyobb abszorbancia magasabb TPC-t jelez. Az RPH minták TPC értékét úgy kaptuk meg, hogy az RPH minták optikai abszorbancia értékét bevittük a galluszsav kalibrációs görbébe. Az RPH-koncentrációt a fenolkoncentrációhoz viszonyítva (1a. ábra) 2.06 ± 0.13 mg GAE/g RPHs átlagos TPC-t kaptunk. 25,96 ± 0,52 µg QE/gRPHs TFC-t kaptunk hasonló eljárással (1b. ábra). Az 1c. ábra az RPH-minták TPC-jét és TFC-jét mutatja tovább. Ebből kiderül, hogy a TPC és a TFC közötti kapcsolat kifejezhető y=0.0121x plusz 0,0659-el, ahol x és y a TPC, illetve a TFC.

Az RPH-k TPC-je tartalmazta a peptidek fenolos aminosavainak és fenolos vegyületeinek koncentrációját. A fehérje-fenol vegyület kölcsönhatása általában kovalens és nem kovalens kötést foglal magában. Az enzimatikus hidrolízis során fenolos vegyületek szabadulnak fel. A fehérje-polifenol komplexeket specifikus enzimek képesek leginkább elpusztítani; ennek eredményeként több fenolos vegyület és fenolcsoportokkal rendelkező peptid, például tirozin szabadul fel [22]. Erős korrelációról számoltak be a szemek teljes polifenoltartalma és biológiai aktivitásuk között. Köztudott, hogy a polifenolok erős antioxidáns hatással rendelkeznek [23]. Bár kisebb mennyiségben találhatók, a rizsben található terpének [24] vagy szeszkviterpének [25] szintén hozzájárulhatnak az antioxidáns aktivitáshoz.

2.2. Az antioxidánsok aktivitása

2.2.1. A DPPH szabad gyökök gyökfogó tevékenysége

A 2. ábra a DPPH szabad gyökfogó aktivitását mutatja az RPH oldatban. Felfedezték, hogy az oldat magasabb koncentrációja nagyobb aktivitást eredményez. A fele-maximális gátló koncentráció (IC50), amely az a kivonatkoncentráció, amelynél az összes DPPH szabad gyök fele megköthető, 42,58 ± 2,1 mg/ml rizspeptid volt.

2.2.2. Az ABTS szabad gyökök eltávolítási tevékenysége

Az RPHs ABTS szabadgyökfogó aktivitása, amit a 3. ábra szemléltet, magasabb volt, ha nagyobb kivonatkoncentrációt alkalmaztunk. Az IC50 2,11 ± 0,88 mg/ml rizspeptid volt. Ez az eredmény azt jelezte, hogy az RPH-k erős ABTS szabadgyök-fogó aktivitással rendelkeznek. A kéntartalmú aminosavak, köztük a Met és Cys, valamint a hidrofób aminosavak, köztük az Ala, Val, Ile, Leu, Met, Cys, Tyr, Phe, Try és Pro, fontos tényezők lehetnek az ABTS szabad gyökök tekintetében. tisztító tevékenység.

Ebben a vizsgálatban az ABTS szabadgyökfogó aktivitás IC50 értéke alacsonyabb volt, mint a DPPH szabadgyökfogó aktivitása, ami megegyezik a Jatropha curcas L. maghéj és -mag [28], valamint a zsidótövisbogyó-mag és héjpép [29] eredményeivel. Ez a megállapítás megegyezik a rizskorpa-protein-hidrolizátumok jelentésével is, amelyek 43,98–66,25 µmoL Trolox-ekvivalens/g minta és 403,28–430,12 µmoL Trolox-ekvivalens/g minta a DPPH szabadgyökfogó aktivitásra, illetve ABTS szabadgyökfogó aktivitásra [227].

Az egyik lehetséges ok a DPPH szabad gyök (olajban oldódó) és az ABTS szabad gyök (olaj/vízben oldódó) oldhatósága közötti különbség [30,31]. A rizskorpaprotein-hidrolizátumok antioxidáns potenciálját molekulatömeg-profilja, aminosav-összetétele és hidrofóbicitása befolyásolta [32].

2.2.3. Csökkentő kapacitás

Az RPH-kra vonatkozó redukciós kapacitás vizsgálat eredményeit a 4. ábra mutatja be. A redukciós kapacitás az RPH-k koncentrációjával nőtt. A redukciós kapacitás 6,95 ± 1,40 mg VCE/g RPH volt, ami azt jelzi, hogy az RPH-k hatékony antioxidánsok.

2.2.4. Oxigéngyök-abszorpciós kapacitás (ORAC)

Az ORAC vizsgálatnak előnyei vannak az antioxidáns aktivitás meghatározásának más megközelítéseihez képest, beleértve a felhasznált reagenseket, amelyek peroxigyökök, amelyek reakciómechanizmusa és redoxpotenciálja hasonló a fiziológiás oxidánsokhoz; az a teljes töltés és protonált állapot, amellyel aantioxidánsokreakciója hasonlít az emberi test reakcióira [33]. Az ORAC-módszer biológiai jelentőséggel bír az emberi szervezetben lévő antioxidánsok hatékonysága szempontjából is. Az 5. ábra az RPH-k és a Trolox-standard ORAC-analízisének eredményeit mutatja különböző koncentrációkban. Az ORAC a nettó AUC-t a Trolox-koncentrációhoz viszonyító kalibrációs görbe regressziós egyenletéből származott. Az eredmények azt mutatták, hogy az RPH ORAC értéke 473 µmol TE/g RPH.

Antioxidáns peptidek vagy aminosavak állíthatók elő enzimatikus fehérjehidrolízissel, ami az oxidánsokkal szembeni erős aktivitást eredményezi [34]. A biológiailag aktív peptidek fémion-kelátképzése, lipid-peroxidáció-gátlása és szabadgyök-megkötése felelősek antioxidáns hatásukért. A szabad gyökök kiolthatók, és az oxidatív stresszt csökkentő fehérjék és enzimek expressziója fokozható antioxidáns peptidekkel. A fehérje-hidrolizátumok és peptidek antioxidáns hatékonysága a jelentések szerint az aminosav-szekvenciától és a peptid méretétől függ, amelyeket befolyásolnak a hidrolízis körülményei, a fehérjeforrás és a proteáz típusa [35]. Adebiyi et al. [36], a legnagyobb emészthető rizskorpa fehérje szubtilizinnel kisebb darabokra bontható, ami nagyobb fehérjehozamot és -tartalmat eredményez. A hidrolizátum TPC-jét és antioxidáns aktivitását befolyásolhatja az enzimek specifitása. Ezért egy peptid antioxidáns aktivitását befolyásolhatja a fehérjeforrás jellemzői, az enzim specifitása és a hidrolízis szintje [37].

Számos jelentés szerint proteázokat (mint például az Alcalase, a Bacillus fajokból származó subtilizin A kereskedelmi neve) használnak növényi eredetű fehérjék hidrolizálására antioxidáns peptidek előállítására. Ebből a szempontból a szójafehérje az egyik leggyakrabban közölt fehérje [38]. Ezen túlmenően a rizskorpaprotein alkaláz hidrolízise is megtalálható. Optimális körülmények között a ragadós rizskorpa alkalázhidrolízise fehérje-hidrolizátumokat eredményezett, amelyek IC50 értéke 0,87 ± 0,02 mg/mL a DPPH szabadgyök-megkötésében [39]. Vizsgálatunkban az RPH-k IC50 értéke 42,58 ± 2,1 mg/ml volt. Bár ebben a vizsgálatban a DPPH szabadgyök-fogó IC50-értéke nem volt olyan hatékony, mint a rizskorpaproteiné, az ABTS szabadgyök-fogó (IC50=2.11 mg/ml) hatékonyabb volt, mint az alkalázhidrolízissel nyert szójafehérje-hidrolizátumok. IC50=2,93 mg/ml) [40].

2.3. Hialuronidáz gátló aktivitás

Egy proteolitikus enzim, a hialuronidáz található a dermisben, és katalizálja a HA lebomlását az extracelluláris mátrixban [41]. Ebben a vizsgálatban csersavat használtak pozitív kontrollként összehasonlítás céljából. A 6. ábra azt mutatja, hogy a csersav magasabb hialuronidáz-gátlást mutatott; az IC50 0,14 mg/ml volt, hasonló a Nishida és munkatársai által kapott értékhez. (0,121 mg/ml; 71,1 mM) [42]. Ezzel szemben az RPH-oldat IC50-értéke 8,91 mg/ml volt. Az RPH oldat eredménye megfelelt a korábbi IC50 értékünknek, 7,61 mg/ml [43]. A fehérjék, poliszacharidok és növényi eredetű és szintetikus vegyületek azon vegyületek körébe tartoznak, amelyekben hialuronidáz-inhibitorok vannak jelen. Ezek az inhibitorok segítenek fenntartani a HA szintézis-lebomlás egyensúlyát [44]. Az alacsony HA koncentráció a bőrben szárazságot és ráncokat eredményez. Ezért a hialuronidáz aktivitás gátlása olyan út, amelyen keresztül a bőr morfológiája javítható, és az öregedés késleltetett.

2.4. Tirozináz-gátló aktivitás

A természetes forrásokból származó fehérje-hidrolizátumok gátolhatjáktirozináz aktivitás. Az in vitro tirozináz gátlási tesztet általában annak értékelésére használják, hogy a bőrfehérítő szerek hogyan befolyásolják közvetlenül a tirozináz aktivitást [45]. A melaninszintézis sebességkorlátozó lépésében való részvétellel a tirozináz katalizálja az L-tirozin hidroxilációját L-DOPA-vá, majd az utóbbi oxidációját o-dopakinonná. Ha kívánatos a melanin bioszintézisének megakadályozása, az L-tirozináz aktivitás gátlása döntő fontosságú lehet. Itt,tirozinázRPH antitirozináz aktivitás mérésére használták. Ahogy a 7. ábrán látható, a koncentráció107,6 mg/ml a tirozináz aktivitás 50%-os gátlását érte el. Az aszkorbinsav erős tirozináz-gátló aktivitást mutatott (IC50=0.098 mg/ml), ami hasonló volt a 0,102 mg/ml-hez, amelyet Seo et al. jelentették [46].

A rizskorpa-protein-hidrolizátumok jelentősen magasaktirozináz-gátló aktivitás [47,48]. Az RPH-oldat tirozináz-gátló aktivitása a peptidek aminosavprofiljaiból eredhet. Schurink et al. leírta, hogy hatékonytirozináz-gátló peptidek arginin- és fenilalaninból állnak [49]. A tirozináz gátló aktivitást hidrofób aminosavak (pl. alanin) javíthatják, a melanin termelődését pedig az alanin megzavarhatja [50]. Emellett Zhang et al. beszámolt arról is, hogy a rizsprotein-hidrolizátum csökkentheti a melanintartalmat és a tirozináz aktivitást az UVB-indukált sejtmodellben [51].

cistanche testépítés

2.5. Az RPH-k aminosavprofiljai és MW-i

A jelen vizsgálatban a keményítő eltávolítása után a rizs fehérjetartalma 23,56 tömegszázalék volt, a proteázzal hidrolizált minta hidrolízisének foka pedig 9,36 százalék volt. Az 1. táblázat részletezi az RPH-k aminosavainak összetételét. A mintában minden 100 g 5,18 g aminosavat tartalmazott. Ami az aminosav komponenseket illeti, az RPH-k a richin alanin, leucin, arginin, glutaminsav és aszparaginsav voltak. Minden 100 g minta összesen 1,73 g hidrofób aminosavat (alanint, valint, leucint, izoleucint, prolint, fenilalanint és ciszteint) tartalmazott. Ez az eredmény teljesen eltért korábbi jelentésünktől [43] az amiláz oldatban és a keményítő eltávolítására szolgáló kezelési hőmérsékletben. A hidrofób aminosavak tartalma 1,90-szer magasabb volt, mint előző jelentésünkben. Ebben a vizsgálatban az alacsonyabb kezelési hőmérséklet (60 ◦C) megakadályozhatja a fehérjék nagy mennyiségben történő denaturálódását, így az aminosavak aktivitása jobban megőrződik. Ezenkívül hasonló következtetést vonnak le más gombás amiláz és glükoamiláz fehér rizskorpában lévő keményítő toszacharizálása esetén is [52].

A kutatások azt találták, hogy a hidrofób aminosavak hasonlítanak egymásraantioxidánsoka lipid alapú oldhatóság növelésével a különböző fehérjeforrásokból származó fehérjehidrolizátumokban és peptidekben, elősegítve ezzel a szabad gyökökkel való kölcsönhatást [38,53]. Néhány aminosavról Chen és munkatársai számoltak be. [54] általában lenniantioxidánsok; az említett savak közé tartozik a triptofán, cisztein, metionin, tirozin és hisztidin. A jelen vizsgálatban az aromás aminosavak (fenilalanin, tirozin és triptofán) 0,53 g/100 g RPH-t tartalmaztak. Ezért valószínűleg ezek a peptid eredetű aminosavak felelősek az RPH-k antioxidáns aktivitásáért.

Ezenkívül a rövidebb peptidekké hidrolizált fehérjék molekulatömeg-eloszlása ​​eltérő, és a teljes természetes fehérjemolekulák belsejében összehajtogatott néhány hidrofób csoport általában ki van téve a vizes fázisnak. Ez összefügg a fehérjemolekulák szerkezeti átrendeződésével, és így a fehérje funkcionális tulajdonságaival [55,56]. A tricine-SDS-PAGE adatok azt mutatták, hogy az RPH-k MW-ja az 5–35 kDa tartományba esik (8a. ábra).

A 8b. ábra a különböző MW-k relatív tartalmát mutatja RPH-ban. Összességében az összes fehérje 45,24 százaléka volt a fő sávban (MW ≈ 2,4 kDa). Hasonló eredményeket kaptunk a rizskorpaprotein-hidrolizátumok peptidjével kapcsolatban is. A legmagasabb antioxidáns aktivitást Thamnarathip et al. [37] az MW=6–50 kDa peptidekre vonatkozik. Ezen túlmenően összefüggések vannak a fehérje-hidrolizátumok funkciója, valamint az aminosavak molekulatömeg-eloszlása ​​és összetétele között [57]. Ez magyarázza a jelen tanulmányban megfigyelt RPH-k antioxidáns aktivitását.

2.6. Sejttoxicitási teszt

A jövőbeni alkalmazásokhoz alacsony sejttoxicitás szükséges. Az RPH-k citotoxicitásának és biokompatibilitásának értékelésére a nyers 264.7 sejtek sejtéletképességét RPH oldatban MTT módszerrel mértük. Amint azt a 9. ábra mutatja, a sejtek életképessége 100 százalék felett volt, ha 24 és 48 órán keresztül 25–2000 µg/ml RPH-val kezelték. Az eredmények az RPH-k rendkívül alacsony citotoxicitását jelzik. Ezért az RPH-k potenciálisan kozmetikai alkalmazásokként használhatók nagyon alacsony citotoxicitás mellett.

3. Anyagok és módszerek

3.1. Reagensek

vas(III)-klorid, 2,20-azino-bisz(3-etilbenzotiazolin-6-szulfonsav) (ABTS), Trolox(6-hidroxi-2,5 ,7,8-tetrametilkromán-2-karbonsav), l-3,4-dihidroxifenilalanin(L-DOPA), 1,1-difenil-2- a pikrilhidrazilt (DPPH) és a triklór-ecetsavat az Alfa Aesartól (Tewksbury, MA, USA) szereztük be. 2,20-azobisz(2-metilpropionamidin)-dihidroklorid (AAPH), Folin–Ciocalteu-fenol reagens, galluszsav, aszkorbinsav, gombatirozinázA nátrium-fluoreszceint a Sigma-Aldrich-től (St. Louis, MO, USA) szereztük be. A nátrium-karbonátot a Riedel-de Haën-től (Seelze, Németország) szereztük be. Végül a kálium-ferricianidot, a nátrium-hidrogén-foszfátot és a nátrium-dihidrogén-foszfátot a Showa Chemical-tól (Tokió, Japán) szerezték be.

3.2. RPH-k elkészítése

Az RPH-kat a korábban leírtak szerint állítottuk elő, azzal a különbséggel, hogy a gombás amilázt a rizslisztben lévő keményítő elcukrosítására alkalmazták, elkerülve az aminosavak károsodását a bakteriamiláz magas hőmérsékleten történő hidrolízise által [43,58]. Száz gramm rizslisztet 1000 ml desztillált vízbe áztattunk, amely 0,5% gombás amilázt tartalmazott (Genencor, NY, USA); az elegyet ezután 24 órán át 60 ◦C-ra melegítettük. pH 4,2), majd hagyjuk szobahőmérsékletre hűlni. A centrifugálást 10 percig végeztük 1968 × g-vel, hogy eltávolítsuk a maradék felülúszót. Miután 20-szeres vizet és 2 ml 0,1 százalékos hidrolitikus proteázt (Healthmate, Changhua, Tajvan) adtunk az oldhatatlan részhez, az oldatot összeráztuk és 4 órán át 55 °C-on inkubáltuk. A pH-stat módszerrel az oldat pH-ját az optimális szinten tartottuk, majd 85 ◦C-os melegítést végeztünk 10 perces forenzim inaktiválás céljából. A megmaradt oldhatatlan frakciót 15 perces, 3075 × g-vel végzett centrifugálással eltávolítottuk. Liofilizálást végeztünk a felülúszón, amelyet felhasználás előtt -20 ◦C-on tároltunk.

3.3. Az RPH-k antioxidáns hatásai

3.3.1. Teljes fenolkoncentráció (TPC)

Az RPH-k TPC-jének felderítésére Folin–Ciocalteu módszert alkalmaztak [59]. Először 200 µl Folin–Ciocalteu-féle fenolreagenst (0,3 M) egyenletesen elkeverünk 5-perces rázatás közben 200 °C-on. µl RPH-oldatot, majd ehhez a keverékhez 400 µl ionmentesített (DI) vizet és 200 µl 10%-os (w/v) nátrium-karbonát-oldatot adtunk. A kevert oldatot 60 percig szobahőmérsékleten, sötétben inkubáltuk. Ezután 15 percig 3000 fordulat/perc sebességgel centrifugáltuk. A méréshez 100 µl felülúszót használtunk. A galluszsav-ekvivalens (GAE) TPC-jének (egység: mg) meghatározásához egy gramm száraz RPH-mintára (egység: mg GAE/g RPH-k), az optikai abszorbancia adatokat a gallusavat reprezentáló standard görbébe vittük be. Az abszorbanciát 700 nm-en határoztuk meg EpochMicroplate Spectrophotometer (BioTek, VT, USA) segítségével.

3.3.2. Összes flavonoid tartalom (TFC)

A TFC-t Wathoni és mtsai. kisebb módosításokkal [60]. Először a mintából 500 µl-t és 2%-os (w/v) alumínium-klorid oldatot összekevertünk. A reakcióelegyet alaposan összekeverjük és 10 percig állni hagyjuk, majd a 415 nm-en mért abszorbanciát értékeljük. Az eredményt a kvercetin ekvivalens (QE) mikrogrammjában adjuk meg a száraz RPH-minta grammjában (µg QE/g RPHs).

cistanche testépítés

3.3.3. DPPH szabadgyökfogó tevékenység

Először 198 µM DPPH etanolos oldatot (50 µL) és RPH oldatot vagy DI vizet (0,5 µL; a mintát és a kontrollt) összekevertük, majd szobahőmérsékleten 30 percig sötétben állni hagytuk. Ezt követően megkaptuk az oldat 517 nm-en mért abszorbanciáját. A relatív tisztító aktivitást a minta és a kontroll közötti abszorbanciakülönbség meghatározásával számítottuk ki. A magas DPPH szabad gyökfogó aktivitást az alacsony optikai abszorbancia tükrözte. Az RPH-oldat DPPH szabadgyökfogó aktivitásának értékelésében az alkalmazott standard a C-vitamin volt [61–63].

3.3.4. Az ABTS szabad gyökök eltávolítási tevékenysége

Wu et al. Az RPH-oldat antioxidáns aktivitásának értékelésére alkalmazták [64]. Először 7 mM ABTS törzsoldatot (25{8}} µL) 2,45 mM kálium-perszulfáttal (250 µL) reagáltatunk, így az ABTS szabadgyökkationt (ABTS• plus ) kapjuk, miközben az elegyet megtartjuk. 16 órán át 4 ◦C-on, sötétben, mielőtt felhasználtuk volna. Sötétben, szobahőmérsékleten történő kiegyensúlyozás után 0,1 M foszfáttal pufferolt sóoldatot (PBS; pH 7,4) alkalmaztunk, hogy az oldatot 0,70 ± 0,02 abszorbanciára hígítsuk 734 nm-en. Ezután 180 µl hígított ABTS oldathoz 20 µl Troloxot (pozitív kontroll) vagy RPH oldatot (minta) adtunk. Az elegyet ezután 10 percig szobahőmérsékleten inkubáltuk. Ez a vizsgálat az optikai abszorbanciát 734 nm-en határozta meg; az alacsonyabb abszorbancia megfelelt a nagyobb ABTS szabadgyökfogó aktivitásnak. Az RPHsolution ABTS szabadgyökfogó aktivitásának értékelésére használt standard a Trolox antioxidáns volt.

3.3.5. Csökkentő kapacitás

Az RPH-oldat teljes antioxidáns aktivitásának meghatározására vas-redukáló antioxidáns teljesítmény-tesztet alkalmaztunk. Amint azt Lin et al. [29], az RPH-oldatot (200 µL) egyenletesen elkeverjük 1% (w/v) K3Fe(CN)6-tal és 0,2 M PBS-pufferrel (pH 6,6; mindegyik 100 µl). 20 percig 50 ◦C-os vízfürdőt alkalmaztunk a keverék melegítésére; miután a keveréket eltávolítottuk a fürdőből, gyorsan lehűtöttük 3 percig. Ezt követően 10%-os (w/v) triklór-ecetsavat (100 µl) adtunk hozzá, és 10-perc centrifugálást végeztünk 3000 fordulat/perc mellett. Ezt követte a felülúszó extrakciója (400 µl), és egyenletesen kevertük 0-val. 1 % (w/v) FeCl3 (100 µl) és DI víz (400 µl). A Fe4[Fe(CN)6]3-at ennek a keveréknek a sötétben végzett 10-perc reakciójával kaptuk. Ezt követően a nagyobb optikai abszorbancia (700 nm-en mérve) nagyobb redukciós kapacitást jelez. A standard C-vitamint használták az RPH-k grammonkénti C-vitamin-egyenértékének (VCE) meghatározására.

3.3.6. Oxigéngyök-abszorpciós kapacitás (ORAC)

Ez a tanulmány egy korábban ismertetett módszer módosításával kapta meg az ORAC-t [65]. Az RPH-minta desztillált vízben való feloldása után az RPH-oldatot (50 µl) fluoreszceinnel (10 µM) összekevertük egy 96-lyukú mikrotiterlemezen. Az oldatot 15-perc 37 °C-on inkubáltuk, majd 50 µL AAPH-t (500 mM) adtunk hozzá. 5 percenként és összesen 120 percen át rögzítettük a fluoreszcenciát (λex és λem=485, illetve 528 nm). Az RPH-k antioxidáns kapacitását a fluoreszcencia lebomlási kinetikájából fedeztük fel a görbe alatti terület (AUC) kiszámításával. ). Az RPH ORAC kiszámításakor a szabvány 15–250 µM Trolox volt. Az ORAC-értéket a száraz RPH-minta Trolox-ekvivalens (TE) mikromoljaiban adták meg (µmol TE/g RPH-k).

3.4. Hialuronidáz gátló aktivitás

A hialuronidáz gátlási tesztet egy {{0}}lyukú mikrolemezzel és egy korábban leírt módszerrel végezték el, kis módosításokkal [40]. Az N-acetil-glükózamin a hialuronidáz és a HA szubsztrát reakciójával szabadult fel. Bármely inhibitor jelenlétében az N-acetil-glükózamin felszabadulása lecsökkent, és ezt a felszabadulást a 600-nm abszorbancia meghatározásával detektáltuk. A HA-t savas albumin oldattal csaptuk ki, amely 0,1 M acetát pufferből (pH 3,9) és marhaszérum albuminból (1 mg/ml) állt. A mintaoldatot és az 5 mg/ml hialuronidázt 20-perc inkubálásnak vetették alá 37 ◦C-on. Az inkubációs keverékhez ezt követően HA-t (1{{20}}0 µl; 5,0 mg/ml 0,1 M acetátpufferben) adtunk. További inkubálást végeztünk 37 ◦C-on 40 percig. 0,1 ml 0,4 M lúgos borát oldatot adtunk hozzá, hogy leállítsuk az enzimes reakciót.

3.5. Tirozináz-gátló aktivitás

Jelen tanulmány az RPH-k antitirozináz aktivitását értékelte egy korábban közölt, módosításokkal ellátott protokoll segítségével [66]. A tirozináz 20 mM foszfátpufferben (pH 6,8) való feloldásával enzimoldatot (135 U/ml) állítottunk elő. Ezenkívül DI vizet alkalmaztunk 1,25 mM L-DOPA oldat készítéséhez. Ezután 40 µl különböző koncentrációjú RPH mintaoldatot kevertünk össze 40 µl tirozináz oldattal és 120 µl L-DOPA oldattal. Ezt a keveréket 30 percig 37 ◦C-on tartottuk az RPH-k gátlásának vizsgálata során.tirozináztevékenység. Spektrofotométert (FLUOstar Omega MicroplateReader, BMG Labtech GmbH, Németország) használtunk a 475-nm abszorbancia meghatározásához. Minden mérést háromszor végeztünk el. A megfelelő csoport abszorbanciája, amikortirozináznem volt jelen kivonták. Az enzimgátlási sebességet a következőképpen határoztuk meg:

3.6. Az RPH-k jellemzése

3.6.1. Aminosav profilok

Ez a tanulmány felfedezte az RPH-k aminosav-összetételét. Először 24 órán át, 115 ◦C-on 4 M metánszulfonsavat alkalmaztunk a minták hidrolizálására evakuált, lezárt csövekben. Két Waters 510 oldószeradagoló rendszert és egy aminosav-analizátort (L 8900; Hitachi, Tokió, Japán) alkalmaztunk a derivatizált aminosav-leválasztáshoz 25 m-es aSpherisorb ODS2 oszlopon. × 64,6 mm. Ebben a vizsgálatban a következő oldószereket alkalmaztuk: (a) nátrium-acetát (0,14 M) és trietil-amin (850 µl/l; pH 5,6) és (b) 60% acetonitril, amelynél a gradiens 0% volt 2 percig; 0–42 százalék 15,5 percig (konvex görbe); és 100 százalék 4 percig. Kettős mintákat vettünk az aminosavprofilok 254 nm-en történő mérésére [67,68].

3.6.2. A fehérje molekulatömege (MW).

Schägger módszerének [69] megfelelően és redukáló körülmények között ez a vizsgálat tricin-nátrium-dodecil-szulfát (SDS)-poliakrilamidegél elektroforézis (PAGE) segítségével kapta meg az MW eloszlást, kis módosításokkal. Mintapuffer (30 g/L SDS, 0.375 MTris-HCl, 0.125 g/L Coomassie Brilliant Blue G-250 és 75 g/ A fagyasztva szárított minta diszpergálására L-glicerint (pH 7) alkalmaztunk, majd a betöltés előtt centrifugáltuk. Összesen 20 µl 2-merkaptoetanolt adtunk 1 ml tricin-SDS-PAGE mintához. A mintát 100 ◦C-on 90 másodpercig melegítettük. Mikrofecskendővel minden mintát és színtelen fehérje standard széles tartományt (Bio-Rad Laboratories, Németország) töltöttünk be egy mintaüregbe. Ezt követően elektroforézist végeztünk – először állandó 30 mV-on, amíg a teljes minta be nem került a halmozott gélbe, majd a befejezéséig egy állandó 100 mV-on. Ezt követően 0,02 százalékos Coomassie Brilliant Blue R-250 oldatot alkalmaztunk a gélfestéshez. A gélek abszolút háttérszíntelenítését úgy végeztük, hogy a géleket 10%-os ecetsavban egy éjszakán át rázattuk. Végül a gélképet elemeztük, hogy azonosítsuk a fehérjesávokat a sávokban; ezt az elemzést az ImageJ-ben (USNational Institutes of Health, Bethesda, MD, USA) végezték. A standard markerek segítségével kalibrációs görbét kaptunk, amelyből az MW-t megbecsültük. Röviden, az első lépés az egyes sávok migrációs hosszának (Rf) meghatározása volt az elválasztógél tetejétől. Ez a második lépés a kalibrációs görbe kiszámítása volt Rf és log (MW) standard marker alkalmazásával, adott MW-val. Az MW meghatározását az RPH-k fehérje sávjainak Rf használatával végeztük.

3.7. Citotoxicitási vizsgálat

A nyers 264.7 sejteket magas glükóztartalmú Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) táptalajban tenyésztettük, amely 10% magzati szarvasmarha szérumot (FBS), 4,5 g/l glükózt, 1% antibiotikumot (100 egység/) tartalmazott. ml penicillin és 100 µg/ml sztreptomicin), 4 mM L-glutamin és 1,5 g/nátrium-hidrogén-karbonát 37 °C-on és 5 százalékos CO2-tartalom mellett. A nyers 264.7 sejtek RPHs sejttoxicitását 3-(4,5-dimetil-tiazol-2-il)-2,5-difenil-tetrazólium-bromid (MTT) proliferációs vizsgálati módszerrel mérték. . Lyukanként körülbelül 1 × 104 sejtet szélesztettünk 96-lyukú lemezekre. 24 óra elteltével különböző koncentrációjú RPH-kat (0-2000 µg/ml) adtunk a sejtekhez. 24 és 48 órás inkubáció után 100 µl MTT-oldatot (0,5 mg/ml) adtunk hozzá. Mikroszkóp alatti ellenőrzéskor kék formazankristályokat figyeltek meg. A DMEM-et eltávolítottuk, és üregenként 100 µl dimetil-szulfoxidot (DMSO) adtunk hozzá. Az abszorbanciát mikrotiterlemez-leolvasóval mértük. A sejtek életképességét (százalék) ezután a következőképpen számítottuk ki: [A570 (kezelt sejtek) - A570 (háttér)] / [A570 (kezeletlen sejtek) - A570 (háttér)] × 100 százalék [70].

3.8. Statisztikai analízis

Az egyes hidrolizátummintákra vonatkozó jelentés három, egymástól függetlenül megismételt kísérlet és meghatározás átlagértéke volt. Az átlag ± standard deviációban (SD) kifejezett eredményeket egyutas ANOVA-val és Duncan-féle post hoc teszttel elemeztük a StatisticalAnalysis System (20.0 verzió; SPSS, Armonk, NY, USA) segítségével. A p < 0,05="" értékeket="" tekintettük="" statisztikailag="">

4. Konklúziók

Ez a tanulmány az RPH-k funkcióit vizsgálta. A kísérleti eredmények azt mutatták, hogy az RPH-k fenolos vegyületeket és flavonoidokat tartalmaztak, és számos antioxidáns aktivitást mutattak, mint például a DPPH és az ABTS megkötő aktivitása, a redukciós kapacitás és az ORAC. Ezenkívül az RPH-k hatékonyan gátoljáktirozinázés hialuronidáz aktivitások. A proteáz kritikus tényező volt az RPH-k MW-mintázatában. Az RPH-k elemzése rámutat a kozmetikumok összetevőjeként való felhasználásukra.

cistanche testépítés

Hivatkozások

1. Ichihashi, M.; Ando, ​​H.; Yoshida, M.; Niki, Y.; Matsui, M. A bőr fotoaging öregedése. Öregedésgátló Med. 2009, 6, 46–59. [CrossRef]

2. Kim, J.-S.; Kim, D.; Kim, H.-J.; Jang, A. A szamárbőr zselatin hidrolizátumainak védő hatása az emberi bőr fibroblasztjainak UVB-induced photoaging hatására. Folyamat. Biochem. 2018, 67, 118–126. [CrossRef]

3. Carocho, M.; Ferreira, IC Áttekintés az antioxidánsokról, prooxidánsokról és a kapcsolódó vitákról: Természetes és szintetikus vegyületek, szűrési és elemzési módszerek és jövőbeli perspektívák. Food Chem. Toxicol. 2013, 51, 15–25. [CrossRef]

4. Guo, X.; Zhang, J.; Lehet.; Tian, ​​S. A fehérjék korlátozott hidrolízisének optimalizálása rizsmaradékban és a termékek funkcionális tulajdonságainak jellemzése. J. Food Proc. Megőrizni. 2013, 37, 245–253. [CrossRef]

5. Park, H.-Y.; Lee, K.-W.; Choi, H.-D. A rizskorpa összetevői: Immunmoduláló és terápiás hatások. Élelmiszer funkció. 2017, 8935–943. [CrossRef] [PubMed]

6. Zhou, K.; Canning, C.; Sun, S. Mikrobiális proteázokkal és ultraszűréssel előállított rizsprotein-hidrolizátumok hatása a szabadgyökökre és a hús lipidoxidációjára. LWT 2013, 50, 331–335. [CrossRef]

7. Piu', LD; Tassoni, A.; Serrazanetti, DI; Ferri, M.; Babini, E.; Tagliazucchi, D.; Gianotti, A. Keményítőipari folyékony melléktermék hasznosítása bioaktív peptidek előállítására rizs hidrolizált fehérjéből. Food Chem. 2014, 155, 199–206. [CrossRef]

8. Ferri, M.; Graen-Heedfeld, J.; Bretz, K.; Guillon, F.; Michelini, E.; Calabretta, MM; Lamborghini, M.; Gruarin, N.; Roda, A.;Kraft, A.; et al. Rizs-melléktermékekből nyert peptidfrakciók környezetbarát eljárással, in vitro egészséggel kapcsolatos bioaktivitások bemutatásával. PLOS ONE 2017, 12, e0170954. [CrossRef]

9. Wen, C.; Zhang, J.; Zhang, H.; Duan, Y.; Ma, H. Növényi fehérjéből származó antioxidáns peptidek: Izolálás, azonosítás, hatásmechanizmus és alkalmazás élelmiszer-rendszerekben: Áttekintés. Trends Food Sci. Technol. 2020, 105, 308–322. [CrossRef]

10. Phelan, M.; Aherne, A.; FitzGerald, RJ; O'Brien, NM Kazein eredetű bioaktív peptidek: Biológiai hatások, ipari felhasználások, biztonsági szempontok és szabályozási állapot. Int. Dairy J. 2009, 19, 643–654. [CrossRef]

11. Udenigwe, CC; Aluko, RE Élelmiszerfehérje-eredetű bioaktív peptidek: előállítás, feldolgozás és lehetséges egészségügyi előnyök. J. Food Sci. 2012, 77, 11–24. [CrossRef] [PubMed]

12. Fardet, A.; Rock, E. A tejek, joghurtok, fermentált tejek és sajtok in vitro és in vivo antioxidáns potenciálja: A bizonyítékok narratív áttekintése. Nutr. Res. Rev. 2018, 31, 52–70. [CrossRef]

13. Leach, JB; Kathryn, AB; Charles, WPJ; Christine, ES Fototérhálós hialuronsav-hidrogélek: Természetes, biológiailag lebomló szövetek mérnöki állványai. Biotechnol. Bioeng. 2003, 82, 578–589. [CrossRef]

14. Jegasothy, SM; Zabolotniaia, V.; Bielfeldt, S. Egy új helyileg alkalmazható nano-hialuronsav hatékonysága emberekben. J. Clin. Aesthet.Dermatol. 2014, 7, 27–29.

15. Ndlovu, G.; Fouche, G.; Tselanyane, M.; Cordier, W.; Steenkamp, ​​V. A négy dél-afrikai gyógynövények öregedésgátló potenciáljának in vitro meghatározása. BMC kiegészítés. Altern. Med. 2013, 13, 304. [CrossRef]

16. Jiratchayamaethasakul, C.; Ding, Y.; Hwang, O.; Im, S.-T.; Jang, Y.; Myung, S.-W.; Lee, JM; Kim, H.-S.; Ko, S.-C.; Lee, S.-H. 22 halofit növényi kivonat elasztáz, kollagenáz, hialuronidáz és tirozináz gátló és antioxidáns aktivitásának in vitro szűrése új kozmetikai készítményekhez. Hal. Aquat. Sci. 2020, 23, 1–9. [CrossRef]

17. Kang, M.; Park, S.-H.; Ó, SW; Lee, SE; Yoo, JA; Nho, YH; Lee, S.; Han, BS; Cho, JY; Lee, J. A rezorcin melanogénellenes hatásait a cAMP jelátvitel elnyomása és a p38 MAPK jelátvitel aktiválása közvetíti. Biosci. Biotechnol. Biochem.2018, 82, 1188–1196. [CrossRef]

18. Chatatikun, M.; Yamauchi, T.; Yamasaki, K.; Aiba, S.; Chiabchalard, A. Croton roxburghii és Crotonsublyratus levelek antimelanogén hatása -MSH-stimulált B16F10 sejtekben. J. Tradit. Kiegészítés. Med. 2019, 9, 66–72. [CrossRef] [PubMed]

19. Rizzello, CG; Nionelli, L.; Coda, R.; Gobbetti, M. A rákmegelőző lunazin peptid szintézise tejsavbaktériumokkal a kovászos fermentáció során. Nutr. Rák 2012, 64, 111–120. [CrossRef] [PubMed]

20. Rizzello, CG; Tagliazucchi, D.; Babini, E.; Rutella, GS; Saa, DLT; Gianotti, A. Bioaktív peptidek növényi élelmiszer-mátrixokból: Kutatási trendek és új biotechnológiák szintézishez és visszanyeréshez. J. Funct. Foods 2016, 27, 549–569. [CrossRef]

21. Coscueta, ER; Campos, DA; Osório, H.; Nerli, BB; Pintado, M. Enzimatikus szójafehérje hidrolízis: Eszköz a biofunkcionális élelmiszer-összetevők előállításához. Food Chem. X 2019, 1, 100006. [CrossRef]

22. Aydemir, LY; Yemenicioglu, A. A fehérjéhez kötött fenolos antioxidánsok a hüvelyesekben láthatatlan részei a jéghegynek? J. Plant. Biochem.Physiol. 2013, 1, 1–3. [CrossRef]

23. Huang, SH; Ng, LT Egyes kereskedelmi forgalomban lévő rizsfajták polifenoltartalmának és bioaktív összetevőinek számszerűsítése Tajvanon. J. Food Compos. Anális. 2012, 26, 122–127. [CrossRef]

24. Yoshitomi, K.; Taniguchi, S.; Tanaka, K.; Uji, Y.; Akimitsu, K.; Gomi, K. A rizs terpén szintáz 24 (OsTPS24) egy jázmonátra reagáló monoterpén szintázt kódol, amely antibakteriális -terpinent termel a rizs kórokozója ellen. J. Plant. Physiol. 2016, 191,120–126. [CrossRef]

25. Kamolsukyeunyong, W.; Sukhaket, W.; Pitija, K.; Thorngkham, P.; Mahatheeranont, S.; Toojinda, T.; Vanavichit, A. Rice A szeszkviterpén fontos szerepet játszik a rizsben előforduló barna növényi növény elleni antixenózisban. Plants 2021, 10, 1049. [CrossRef][PubMed]

26. Liu, Y.; Wang, Z.; Li, H.; Liang, M.; Yang, L. A rizsfehérje in vitro antioxidáns aktivitása, amelyet a lúgos fok és a gasztrointesztinális proteáz emésztés befolyásol. J. Sci. Élelmiszer Agric. 2016, 96, 4940–4950. [CrossRef] [PubMed]

27. Phongthai, S.; D'Amico, S.; Schoenlechner, R.; Homthawornchoo, W.; Rawdkuen, S. In vitro gastrointestinalis emésztéssel stimulált rizskorpaprotein-hidrolizátumok frakcionálása és antioxidáns tulajdonságai. Food Chem. 2018, 240, 156–164. [CrossRef][PubMed]

28. Huang, S.-L.; Wang, W.-H.; Zhong, X.-Y.; Lin, C.-T.; Lin, W.-S.; Chang, M.-Y.; Lin, Y.-S. A Jatropha curcas L. maghéj és mag kivonat antioxidáns tulajdonságai. Appl. Sci. 2020, 10, 3279. [CrossRef]

29. Lin, Y.-S.; Lin, W.-S.; Tung, J.-W.; Cheng, Y.-C.; Chang, M.-Y.; Chen, C.-Y.; Huang, S.-L. A zsidótövisbogyó-magvak és a héjpép antioxidáns kapacitása. Appl. Sci. 2020, 10, 6007. [CrossRef]

30. Shahi, Z.; Sayyed-Alangi, SZ; Najafian, L. Az enzimtípus és a folyamatidő hatása a hidrolízis fokára, az elektroforézis sávokra és a zsírtalanított Bunium persicum Bioss-ból származó hidrolizált fehérjék antioxidáns tulajdonságaira. nyomd tortát. Heliyon 2020, 6, e03365. [CrossRef] [PubMed]

31. Xie, H.; Huang, J.; Woo, MW; Hu, J.; Xiong, H.; Zhao, Q. A hideg és meleg enzimdezaktiválás hatása a rizstörmelék-protein-hidrolizátumok szerkezeti és funkcionális tulajdonságaira. Food Chem. 2021, 345, 128784. [CrossRef]

32. Rani, S.; Pooja, K.; Pal, GK Rizsfehérje hidrolizátumok és peptidek feltárása, különös tekintettel az antioxidáns potenciálra: Számítógépes megközelítések bioaktivitás meghatározására. Trends Food Sci. Technol. 2018, 80, 61–70. [CrossRef]

33. Bisby, RH; Brooke, R.; Navaratnam, S. Az antioxidáns oxidációs potenciál hatása az oxigéngyök-abszorpciós kapacitás (ORAC) vizsgálatában. Food Chem. 2008, 108, 1002–1007. [CrossRef]

34. Elias, RJ; Kellerby, SS; Decker, E. A fehérjék és peptidek antioxidáns aktivitása. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2008, 48, 430–441.[CrossRef] [PubMed]

35. Enyém, Y.; Li-Chan, E.; Jiang, B. (szerk.) Bioaktív fehérjék és peptidek, mint funkcionális élelmiszerek és tápanyagok; Wiley-Blackwell: Hoboken, NJ, USA, 2010; 29–42.

36. Adebiyi, AP; Adebiyi, AO; Yamashita, J.; Ogawa, T.; Muramoto, K. Rizskorpaprotein-hidrolizátumokból származó antioxidatív peptidek tisztítása és jellemzése. Eur. Food Res. Technol. 2008, 228, 553–563. [CrossRef]

37. Thamnarathip, P.; Jangchud, K.; Nitisinprasert, S.; Vardhanabhuti, B. A peptid molekulatömegének azonosítása magas antioxidáns aktivitású rizskorpaprotein hidrolizátumból. J. Cereal Sci. 2016, 69, 329–335. [CrossRef]

38. Tacias-Pascacio, VG; Morellon-Sterling, R.; Siar, E.-H.; Tavano, O.; Berenguer-Murcia, Á.; Fernandez-Lafuente, R. Alcalasein használata bioaktív peptidek előállításához: Áttekintés. Int. J. Biol. Macromol. 2020, 165, 2143–2196. [CrossRef] [PubMed]

39. Sarringkarin, W.; Laokuldilok, T. Antioxidáns tulajdonságú nyálkás rizskorpa fehérje hidrolizátum előállítási körülményeinek optimalizálása. CMU J. Nat. Sci. 2017, 16, 1–18. [CrossRef]

40. Zhang, Q.; Tong, X.; Qi, B.; Wang, Z.; Li, Y.; Sui, X.; Jiang, L. Alcalase-hidrolizált szójahidrolizátum antioxidáns aktivitásának változásai szimulált gastrointestinalis emésztés és transzepiteliális transzport alatt. J. Funct. Foods 2018, 42, 298–305. [CrossRef]

41. Tu, PTB; Tawata, S. Az Alpinia zerumbet két fajtájából származó illóolajok antioxidáns, öregedésgátló és melanogén tulajdonságai. Molekulák 2015, 20, 16723–16740. [CrossRef]

42. Nishida, Y.; Sugahara, S.; Wada, K.; Toyohisa, D.; Tanaka, T.; Ono, M.; Yasuda, S. A Scilla scilloides hagymáiból származó etil-acetát kivonat gátló hatásai a lipoxigenáz és hialuronidáz aktivitásra. Pharm. Biol. 2014, 52, 1351–1357. [CrossRef]

43. Chen, H.-J.; Dai, F.-J.; Fan, S.-L.; Huang, Y.-C.; Chau, C.-F.; Lin, Y.-S.; Chen, C.-S. A rizs (Oryza sativa L.) fehérjehidrolizátum hialuronidáz gátlásának kinetikája. Appl. Sci. 2020, 10, 9087. [CrossRef]

44. Girish, K.; Kemparaju, K. A hialuronán mágikus ragasztója és radírja, a hialuronidáz: Biológiai áttekintés. Life Sci. 2007, 80, 1921–1943. [CrossRef] [PubMed]

45. Zolghadri, S.; Bahrami, A.; Khan, MTH; Munoz-Munoz, J.; Garcia-Molina, F.; Garcia-Canovas, F.; Saboury, AA A tirozináz inhibitorok átfogó áttekintése. J. Enzym. Inhib. Med. Chem. 2019, 34, 279–309. [CrossRef] [PubMed]

46. ​​Seo, EJ; Hong, ES; Choi, MH; Kim, KS; Lee, SJ A Rhamnus yoshinoi kivonatok antioxidáns és bőrfehérítő hatása. Koreai J. Food Sci. Technol. 2010, 42, 750–754.

47. Ochiai, A.; Tanaka, S.; Tanaka, T.; Taniguchi, M. A rizskorpa fehérje, mint az antimelanogén peptidek erős forrása tirozinázgátló aktivitással. J. Nat. Prod. 2016, 79, 2545–2551. [CrossRef] [PubMed]

48. Kubglomsong, S.; Theerakulkait, C.; Reed, RL; Yang, L.; Maier, CS; Stevens, JF Tirozináz-gátló és rézkelátképző peptidek izolálása és azonosítása hidrolizált rizskorpából származó albuminból. J. Agric. Food Chem. 2018, 66, 8346–8354.[CrossRef]

49. Schurink, M.; van Berkel, WJ; Wichers, H.; Boeriu, CG Új tirozináz gátló aktivitású peptidek. Peptides 2007, 28,485–495. [CrossRef]

50. Ishikawa, M.; Kawase, I.; Ishii, F. Az aminosavak kombinációja csökkenti a pigmentációt a B16F0 melanoma sejtekben. Biol. Pharm.Bull. 2007, 30, 677–681. [CrossRef] [PubMed]

51. Zhang, R.; Wei, Y.; Li, M.; Cai, M.; Gu, R.; Lehet.; Chen, L.; Wang, J. A rizsprotein-hidrolizátum és jellegzetes peptidjei, a Leu-Leu-Lys, Leu-Pro-Lys és a pyroGlu-Lys melanogenezis hatásai UVB-indukált humán epidermális melanocitasejteken. FoodFunct. 2020, 11, 8757–8767. [CrossRef]

52. Wang, Y.; Cai, D.; Ő, M.; Wang, Z.; Qin, P.; Tan, T. Az l-tejsav nyílt fermentatív termelése fehér rizskorpa felhasználásával egyidejű cukrosítással és fermentációval. Bioresour. Technol. 2015, 198, 664–672. [CrossRef] [PubMed]

53. Pan, M.; Jiang, TS; Pan, JL A repcefehérje-hidrolizátumok antioxidáns hatásai. Élelmiszer biofolyamat. Technol. 2009, 4, 1144–1152.[CrossRef]

54. Chen, HM; Muramoto, K.; Yamauchi, F.; Nokihara, K. A szójabab fehérje emésztéséből izolált antioxidatív peptiden alapuló tervezett peptidek antioxidáns hatása. J. Agric. Food Chem. 1996, 44, 2619–2623. [CrossRef]

55. Liu, Q.; Kong, B.; Xiong, YL; Xia, X. A sertés plazmafehérje-hidrolizátum antioxidáns aktivitása és funkcionális tulajdonságai a hidrolízis mértékétől függően. Food Chem. 2010, 118, 403–410. [CrossRef]

56. Lemes, A.; Sala, L.; Ércek, JDC; Braga, ARC; Egea, MB; Fernandes, KF A fehérjében gazdag hulladékból származó titkosított bioaktív peptidek legújabb fejlesztéseinek áttekintése. Int. J. Mol. Sci. 2016, 17, 950. [CrossRef] [PubMed]

57. Wang, J.-S.; Zhao, M.-M.; Zhao, Q.-Z.; Jiang, Y.-M. A búzaglutén papain-hidrolizátumainak antioxidáns tulajdonságai különböző oxidációs rendszerekben. Food Chem. 2007, 101, 1658–1663. [CrossRef]

58. Gao, M.-T.; Kaneko, M.; Hirata, M.; Toorisaka, E.; Hano, T. Rizskorpa hasznosítása tápanyagforrásként fermentatív tejsavtermeléshez. Bioresour. Technol. 2008, 99, 3659–3664. [CrossRef] [PubMed]

59. Huang, WY; Lin, YR; Ho, RF; Liu, HY; Lin, YS A vizes oldatok hatása a zöld tea levelek kivonására. Sci. World J. 2013, 2013, 368350. [CrossRef]

60. Wathoni, N.; Shan, CY; Shan, WY; Rostinawati, T.; Indradi, RB; Pratiwi, R.; Muchtaridi, M. Az indonéz mangosztán (Garcinia mangostana L.) héjából származó pektin jellemzése és antioxidáns hatása. Heliyon 2019, 5, e02299. [CrossRef]

61. Tsai, C.-C.; Chan, C.-F.; Huang, W.-Y.; Lin, J.-S.; Chan, P.; Liu, H.-Y.; Lin, Y.-S. A Lactobacillus rhamnosus SpentCulture felülúszó alkalmazása kozmetikai antioxidáns, fehérítő és nedvességmegtartó alkalmazásokban. Molecules 2013, 18, 14161–14171.[CrossRef]

62. Huang, W.-Y.; Lee, P.-C.; Hsu, J.-C.; Lin, Y.-R.; Chen, H.-J.; Lin, Y.-S. A vízminőség hatása a Yerba Mate kivonatporok oldódására. Sci. World J. 2014, 2014, 1–6. [CrossRef] [PubMed]

63. Chan, C.-F.; Wu, C.-T.; Huang, W.-Y.; Lin, W.-S.; Wu, H.-W.; Huang, T.-K.; Chang, M.-Y.; Lin, Y.-S. Antioxidáció és melanogenezis Különféle Dendrobium tosaense kivonatok gátlása. Molecules 2018, 23, 1810. [CrossRef] [PubMed]64. Wu, C.-T.; Agrawal, DC; Huang, W.-Y.; Hsu, H.-C.; Yang, S.-J.; Huang, S.-L.; Lin, Y.-S. Hidrotermikus módszerrel nyert elhasznált kávéőrlemény-kivonatok funkcionális elemzése. J. Chem. 2019, 2019, 1–8. [CrossRef]

65. Dorta, E.; Rodríguez-Rodríguez, EM; Jiménez-Quezada, A.; Fuentes-Lemus, E.; Speisky, H.; Lissi, E.; López-Alarcón, C. Az oxigéngyök abszorpciós kapacitás (ORAC) vizsgálat alkalmazása a mangó (Mangifera indica L.) melléktermékek húsfehérje-oxidációt gátló kapacitásának előrejelzésére. Food Anal. Módszerek 2016, 10, 330–338. [CrossRef]

66. Lin, Y.-S.; Chen, H.-J.; Huang, J.-P.; Lee, P.-C.; Tsai, C.-R.; Hsu, T.-F.; Huang, W.-Y. A tirozináz gátló aktivitás kinetikája Vitis vinifera levélkivonatokkal. BioMed Res. Int. 2017, 2017, 5232680. [CrossRef] [PubMed]

67. Bidlingmeyer, BA; Cohen, SA; Tarvin, TL Aminosavak gyors elemzése oszlop előtti származékképzéssel. J. Chromatogr. Bbiomed. Sci. Appl. 1984, 336, 93–104. [CrossRef]

68. Asai, TT; Oikawa, F.; Yoshikawa, K.; Inoue, N.; Sato, K. Élelmiszer-eredetű kollagén peptidek, prolil-hidroxiprolin (Pro-Hyp) és hidroxiprolil-glicin (Hyp-Gly) fokozzák az elsődleges tenyésztett egér bőrfibroblaszt növekedését, a magzati szarvasmarha-szérumot hidroxiprolil-peptidtől mentesen. Int. J. Mol. Sci. 2019, 21, 229. [CrossRef]

69. Schägger, H. Tricine–SDS–PAGE. Nat. Protoc. 2006, 1, 16–22. [CrossRef]

70. Diao, J.; Chi, Z.; Guo, Z.; Zhang, L. A Mung babfehérje hidrolizátum modulálja az immunválaszt az NF-kB útvonalon keresztül, az inlipopoliszacharidok által stimulált RAW 264.7 makrofágokon. J. Food Sci. 2019, 84, 2652–2657.[CrossRef]