Nioszomális nanohordozók a kvercetin fokozott bőrkijuttatásáért, tirozináz- és antioxidáns funkciókkal

Absztrakt:

Ez a tanulmány egy ígéretes fehérítő és antioxidáns kapacitással rendelkező, hatékony flavonoid kiszűrését és flavonoidtartalmú nioszómák tervezését tűzte ki célul, hogy javítsa oldhatóságát, stabilitását és penetrációját. In vitro anti-tirozináz és 1,1-difenil-2-pikrilhidrazil (DPPH) szabad gyökfogó kísérleteket végeztek számos flavonoid, köztük a kvercetin, morin, fesztin, miricetin, rutin fehérítő és antioxidáns kapacitásának vizsgálatára. és breviscapin.

Különböző tömegarányú nemionos felületaktív vezikulák (nioszómák) Span{{0}}RH40--alapú összetételének vezetőképességét, viszkozitását és részecskeméretét tanulmányozták a legmegfelelőbb készítmény meghatározásához. A gyógyszerrel töltött nioszómákat méretük, zéta-potenciáljuk, morfológiájuk és befogási hatékonyságuk alapján jellemeztük. A fotostabilitást, oldhatóságot, felszabadulási viselkedést, ex vivo gyógyszerpenetrációt és bőrretenciót is tanulmányozták. Az eredmények azt mutatták, hogy a kvercetin jelentős fehérítő és antioxidáns kapacitással rendelkezik, a 9:11 tömegarányú Span60-RH40 pedig 97,6 ± 3,1 nm-es gömb alakú vagy ovális nioszómákat képez 31,1 ± 0,9 mV zéta-potenciál tartományban. a befogási hatékonyság akár 87,3 ± 1,6 százalék . A nioszómák jelentősen javították a kvercetin oldhatóságát és fotostabilitását.

Ezenkívül a kvercetin oldathoz képest a kvercetin-liposzómák előnye a nyújtott felszabadulás és a jobb transzdermális penetráció, a bőrretenció 2,95-ször magasabb, mint a kvercetin oldaté.

Antioxidáns minden olyan anyag, amely alacsony koncentrációban hatékonyan gátolja a szabad gyökök oxidációs reakcióját. Hatásmechanizmusa lehet az, hogy közvetlenül hat a szabad gyökökre, vagy közvetve olyan anyagokat fogyaszt, amelyekből könnyen szabad gyökök keletkeznek, hogy megakadályozzák a további reakciókat. Míg az emberi szervezet elkerülhetetlenül szabad gyököket termel, természetesen antioxidáns anyagokat is termel, amelyek ellenállnak a szabad gyököknek, hogy ellensúlyozzák a szabad gyökök emberi sejteket érő oxidatív támadásait. Tanulmányok igazolták, hogy az emberi szervezet antioxidáns rendszere az immunrendszerhez hasonló, teljes és összetett funkciókkal rendelkező rendszer. Minél erősebb a szervezet antioxidáns kapacitása, annál egészségesebb és hosszabb az élettartama. Kutatásunk során azt találtuk, hogy a Cistanche deserticola antioxidáns hatással is rendelkezik. A Cistanche deserticola gazdag poliszacharidokban, flavonoidokban, alkaloidokban, flavonoid glikozidokban, flavonsavakban és egyéb komponensekben, és ezek az anyagok erős antioxidáns hatásúak. Ellenállhatnak az oxidatív stressznek és csökkenthetik a sejtkárosodást a szabad gyökök megkötésével, az oxidációs reakciók csökkentésével és az antioxidáns enzimaktivitás növelésével, ezáltal antioxidáns szerepet játszanak.

Kattintson a cistanche deserticola kiegészítő termékre

Kulcsszavak:

anti-tirozináz; antioxidáns; nioszómák; fotostabilitás; transzdermális beadás.

1. Bemutatkozás

A flavonoidok széles körben elterjedtek a gyümölcsökben, zöldségekben és gyógynövényekben, és kiterjedt biológiai aktivitással rendelkeznek, beleértve a vírusellenes, gyulladáscsökkentő, rákellenes, antioxidáns és tirozináz elleni hatást [1,2]. A közelmúltban a biztonságos, új tirozináz-inhibitor keresése nagy figyelmet kapott a kozmetikumok területén, mivel egyes jól ismert inhibitorok, mint például a kojsav, a hidrokinon és a kortikoszteroidok egészségügyi problémákat, például bőrgyulladást és bőrirritációt válthatnak ki. , ochronosis, citotoxicitás és bőrrák [3]. Alacsony toxicitásuk, valamint jelentős antioxidáns és anti-tirozináz aktivitásuk miatt a flavonoidok nagy érdeklődést váltottak ki, mint lehetséges természetes fehérítő és antioxidáns szerek bőrápoló termékekben [4–6].

A flavonoidok azonban sokféle szerkezettel rendelkeznek, beleértve az azonos anyamaggal rendelkező különböző konfigurációkat is, de még mindig nem világos, hogy mely struktúrák rendelkeznek erős anti-tirozináz és antioxidáns kapacitással. Ezenkívül a legtöbb flavonoid vízoldékonysága és zsíroldhatósága gyenge, és a mérsékelt lipofilitás és az alacsony molekulatömeg olyan tényezők, amelyek elősegítik a jobb behatolást. A komponensek hatékonyságát befolyásoló másik jelentős tényező magának a bőrnek a biológiai gátjai, mint például a stratum corneum. Bár a fiziko-kémiai módszerek, beleértve az iontoforézist, az ultrahangot, a mikrotűt, a nem tűs injekciós rendszereket és a behatolást fokozó szereket, elősegíthetik a hatóanyagok behatolását a stratum corneumon keresztül, ezek a módszerek invazívak, irritálhatják a bőrt és költségesek lehetnek.

Másrészt néhány új, hordozó által közvetített hatóanyag-leadó rendszer jelent meg, beleértve az emulziót, a micellákat, a vezikulákat és a ciklodextrint, hogy fokozzák a meglévő összetevők hatékonyságát, különösen a rossz oldhatóságú és biohasznosulású összetevőket. A hólyagok nagyobb figyelmet kaptak a transzdermális bejuttatásra. A vezikulák közül a transzferszómák jól deformálódó liposzómák, amelyek fokozott perkután permeabilitással rendelkeznek, és javíthatják a gyógyszer oldhatóságát és stabilitását. A transzferszómák a foszfolipidek és a felületaktív anyagok meghatározott arányából állnak, míg a foszfolipidek drágák és könnyen oxidálhatók.

Ezért más stabil és cserélhető hólyagok felkutatása érdekes kutatási tárgy. A nioszómák nem ionos felületaktív vezikuláris rendszerek, amelyekről először 1979-ben számoltak be, amikor a kozmetikai iparban alkalmazták [7], de azóta gyógyszeradagoló rendszerként tanulmányozták őket a gyógyszerészetben [8–13]. A nioszómák fizikai tulajdonságai, előállítási technikái és szerkezete nagyon hasonló a liposzómákéhoz. A nioszómák azonban előnyökkel is járnak a transzdermális gyógyszeradagolásban, mint például a tartós gyógyszerfelszabadulás, jobb behatolás és nagyobb bőrretenció [14], előállításuk olcsóbb, és stabilabbak [15]. Ezért a nioszómák alkalmazhatók a kozmetikai iparban [16–18].

A korai felületaktív vezikulák ionos felületaktív anyagok felhasználásával készültek [19–22]. A felületaktív anyagokon végzett átfogó toxicitási vizsgálatok kimutatták, hogy a kationos felületaktív anyagok a legtoxikusabbak, ezt követik az anionos felületaktív anyagok, míg a nem ionos felületaktív anyagok a legkevésbé mérgezőek. Ezért a biztonságot és az ipari alkalmazást figyelembe véve a nemionos felületaktív anyagokat tartalmazó liposzómák alkalmazása jobb lehetőség a transzdermális bejuttatásra. Az amfifil kettősrétegek szerkezetéből adódóan a hidrofil-lipofil egyensúly (HLB) 4-től 8-ig terjedő skálatartományban könnyebben lehet nioszómákat képezni [14,23,24].

Ezért a különböző HLB-értékekkel rendelkező formulált, nem ionos felületaktív anyagok könnyebbé teszik a nioszómák képződését. A Span, a Tween és a Brij gyakori nemionos felületaktív anyagok, amelyeket liposzómák előállítására használnak [15,25–34]. A hosszú szénhidrogénláncú, kettős kötések nélküli nemionos felületaktív anyagok megfelelő jelöltek, mivel stabil nioszómák képződhetnek, amelyekben megnövekedett gyógyszerterhelés lehetséges. Az alacsony HLB értékű Span60-at széles körben alkalmazzák nioszómák képzésére [15,29,31,33,34]. A magas HLB-értékű nemionos felületaktív anyagok, mint például a Tween20, Tween60, Tween80, Brij35 és Brij58, nem könnyen képeznek nioszómákat önmagukban vagy optimális koleszterinmennyiség nélkül [28, 35, 36], terjedelmes hidrofil tulajdonságaik miatt. fejek és rövid szénhidrogénláncok. Ezért csak koleszterin hozzáadásával vagy más felületaktív anyagokkal formulázva képesek nioszómákat képezni [10,27,31,37–39]. A Cremophor RH40 erősen hidrofil és alacsony toxicitású, és széles körben alkalmazzák orális gyógyszerkészítményekben, de egyetlen jelentés sem utalt arra, hogy a Cremophor RH40 liposzómák összetételében szerepelne.

Ebben a vizsgálatban a jó fehérítő és antioxidáns hatású flavonoidokat szűrtük, és megvizsgáltuk a Span60-RH40-et, egy nemionos felületaktív rendszert, amely különböző lipidarányokkal rendelkezik nioszómák kialakítására. A kvercetinnel töltött nioszómákat a vezikulák méretére, zéta-potenciáljára, kapszulázási hatékonyságára és transzmissziós elektronmikroszkópiára (TEM) jellemeztük, valamint vizsgáltuk oldhatóságukat és fotostabilitásukat is. Ezenkívül patkányokat használtunk a kvercetinnel töltött nioszómák transzdermális behatolásának vizsgálatára.

2. Eredmények

2.1. A flavonoidok tirozináz gátlása

Jól ismert, hogy a flavonoidok több hidroxilcsoporttal rendelkeznek (1. ábra), amelyek fontosak az anti-tirozináz aktivitás szempontjából. A jelentések szerint a hidroxilcsoportok száma és helyzete, valamint a cukorrészek jelenléte összefügg a tirozináz gátlásával. Az 1. táblázatban a myricetin nem mutatott tirozináz-ellenes aktivitást, mert könnyen képez erős intermolekuláris hidrogénkötéseket, amelyek akadályozhatják a kelátképzést a tirozinázzal. A rutin és a breviszkapin nem mutatott ígéretes tirozináz-ellenes aktivitást, míg a kvercetin, a morin és a fesztin lényegesen nagyobb anti-tirozináz aktivitást mutatott, mint az arbutin, amely a kozmetikában használt fehérítőszer.

2.2. A flavonoidok antioxidáns hatása

Flavonoids can scavenge free radicals as antioxidants by donating a hydrogen atom. The antioxidant activity of flavonoids is related to the number of hydroxyl groups and their structure. This includes (i) the presence of an ortho-hydroxyl group in the B ring; (ii) the presence of a C2-C3 double bond in the C ring; (iii) or the presence of a C-3 hydroxyl group [40–42]. As shown in Table 2, the 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) radical scavenging activity of the six compounds is in the following order: quercetin = fest in>miricetin=morin > rutin > BHT ≈ breviszkapin. A kvercetin és a festin rendelkezett a legerősebb gyökfogó képességgel.

2.3. Nioszómák kialakítása

2.3.1. A Span60-RH40 rendszer vezetőképessége

A transzferszómák instabilak, mert elsősorban foszfolipidekből állnak, amelyek könnyen oxidálhatók, ami gyógyszerszivárgást okoz. A nioszómákat a transzdermális bejuttatás során alkalmazott transzferszómák alternatívájaként azonosították. Bár sok nem ionos felületaktív anyag nioszómákat képezhet [15, 26, 28], a telítetlen szénhidrogén láncú nemionos felületaktív anyagok kevésbé stabilak, mint a telített szénhidrogén láncot tartalmazó nem ionos felületaktív anyagok [37]. Ezért ebben a tanulmányban a Span60 és az RH40-et választottuk, amelyek nem tartalmaznak kettős kötést, hogy nioszómákat hozzunk létre stabilitásuk javítása érdekében.

Vezetőképesség méréseket végeztünk a nemionos felületaktív anyagok vizes oldatban való aggregációs viselkedésének meghatározására. A vízben diszpergált Span60-RH40 vezetőképessége 4:16 tömegarányról 9:11-re fokozatosan nőtt, majd a 9:11 és 13:7 közötti tömegarányok közé csúszott, és 13:7-ről 16-ra csökkent. :4 (2a. ábra). Két töréspont utalhat az aggregátumok mikroszerkezetének változására. Ahogy a 3. ábrán látható, a 9:11 tömegarány mellett elkezdtek nioszómák képződni.

2.3.2. A Span60-RH40 rendszer mérete

A részecskeméret a nanométeres részecskék értékelésének fontos mutatója. A Span{0}}RH40 rendszer méretének mérése különböző tömegarányú felületaktív anyagokkal tovább tükrözheti a rendszerben lévő aggregátumok mikroszerkezetének változását. Amint a 2b. ábrán látható, kezdetben az aggregátum mérete viszonylag kicsi és állandó volt a 4:16 és 9:11 közötti tömegarány mellett. Ezt követően az aggregátum mérete nagymértékben megnőtt a 9:11-13:7 tömegarány mellett, majd folyamatosan meredeken nőtt a 13:7-től 16:4-ig terjedő tömegaránynál, ami még ~1 µm-ig is elérte. A Span60/RH40 aggregátumok spontán szerkezeti átalakulását az aggregátumméret, valamint a vezetőképesség és a viszkozitás együttesen is megerősítette.

2.3.3. A Span60-RH40 rendszer viszkozitása

A 2c. ábrán látható Span{0}}RH40 rendszer viszkozitása megfelelő változásokat mutatott. Először is, a Span60-RH40 rendszer viszkozitása alacsony és állandó volt a 4:16 és 9:11 közötti tömegarány mellett. Ezután a 9:11 és 13:7 közötti tömegarány mellett a viszkozitás jelentősen megváltozott, a viszkozitás nőtt, majd csökken. A fentebb tárgyalt vezetőképesség és méret a Span{13}}RH40 tömegarány-tartományban bekövetkezett változásoknak megfelelően alakult. Ezt követően a 13:7 és 16:4 közötti tömegarány mellett a viszkozitás meredeken nőtt.

2.4. A kvercetin-nioszómák mérete, zéta-potenciálja, morfológiája és befogási hatékonysága

A kvercetint Span{0}}RH40 nioszómák töltötték fel, majd homogenizálták 1500 bar nyomással. Amint a 3. táblázat mutatja, a vak nioszómák és a kvercetin-liposzómák hidrodinamikai átmérője 146,4 ± 5,4 nm, illetve 97,6 ± 3,1 nm volt.

A zéta potenciált tanulmányozták, hogy megértsék a nioszómák felületi töltéseit. A vak nioszómák és a kvercetin-nioszómák zéta potenciálja -41,2 ± 0,6 mV, illetve -31,1 ± 0,9 mV volt (3. táblázat). A 4b. ábrán látható TEM-kép azt mutatta, hogy a kvercetin-nioszómák gömb alakúak vagy oválisak. A kvercetin-liposzómák csapdázási hatékonysága 87,3 ± 1,6 százalék volt, ami magasabb, mint a korábbi munkák 48,4-78,4 százalékos tartományában [37,43,44]. A megnövekedett gyógyszerbefogási hatékonyság a gyógyszerek és a nioszómák kettős rétegei közötti affinitásnak tulajdonítható [45].

2.5. A kvercetin vízoldhatósága és egyensúlyi oldhatósága

Amint az 5. ábrán látható, a kvercetin vízben való oldhatósága rendkívül alacsony volt. Oldhatósága nem mutatott szignifikáns különbséget (P > 0.05) eltérő pH-jú foszfátpufferben, mint a vízben. A kvercetin egyensúlyi oldhatóságának eredménye azt mutatta, hogy a kvercetin nagyon zsírban oldódó komponens. A 6. és 7. ábrán látható, hogy a kvercetin egyensúlyi oldhatósága változatlan maradt a víz/n-oktanol különböző arányaiban, de pH 8,0-nál csökkent, mivel a kvercetin szerkezete bázikus körülmények között megváltozott, ami a vízoldékonyság növekedését okozta.

A kvercetin rossz vízoldhatósága azonban az alkalmazására korlátozódott. A 4. táblázat alapján a kvercetin oldhatósága javult az alábbiakban tárgyalt felületaktív anyagokban, különösen a 0,6 százalékos Tween80 esetében (P < 0,05). Oldhatósága azonban tovább javult a nioszómákba való feltöltéssel. A kvercetin (300 µg/ml) nioszómákba került, és a Span60-RH40 noisome magas kapszulázottsága 87,3 ± 1,6 százalék volt, ezért a kvercetin oldhatósága a nioszómákban 261,9 ± 4,8 µg/{mL volt. 17}}-szer magasabb, mint a vízben (P < 0,05).

2.6. A kvercetin-nioszómák fotostabilitása

A kvercetin gyenge fotostabilitású, és gyorsan lebomlik napfény vagy UV-sugárzás hatására [46–48], valószínűleg azért, mert a kvercetin UV-sugárzás hatására fotooxidáción megy keresztül [49]. Azonban fotostabilitás szükséges ahhoz, hogy a kvercetin megmutathassa aktivitását. Amint a 8. ábrán látható, a nioszómák hatékonyan javították a kvercetin fotostabilitását, és 10 napos erős megvilágítás után 88,06 százalékon maradtak. A kvercetin védve volt az UV-sugárzástól, mivel a nioszómák kettős rétegeibe kapszulázott. Molekulák 2019, 24, x PEER REVIEW 8/18 az erős megvilágításnak való kitettségről. A kvercetin védve volt az UV-sugárzástól, mivel a nioszómák kettős rétegeibe kapszulázott.

2.7. A kvercetin-nioszómák in vitro felszabadulási viselkedése

A megfelelő felszabadulási közeget szűrtük, hogy fenntartsuk az elnyelési feltételeket, ezért értékeltük a kvercetin oldhatóságát a különböző közegekben. Az 5. táblázat eredményei azt mutatják, hogy a kvercetin jobban oldódik a Tween80 vizes oldatában, és oldhatósága fokozatosan nőtt a Tween80 koncentrációjának növekedésével. A kvercetin oldhatósága savas körülmények között 76,07 ± 3,11 µg/ml-re nőtt. Ezért, figyelembe véve az emberi bőr pH-értékét, 0,8 százalékos Tween80-at (pH 5,0) választottunk kibocsátó közegként a szabad kvercetin és a kvercetin-nioszómák felszabadulási viselkedésének tanulmányozására.

A 9. ábrán látható, hogy a kvercetin-nioszómákkal összehasonlítva a szabad kvercetin sokkal gyorsabban szabadul fel a felszabadulási közegben, ami azt mutatja, hogy a nioszómák tartós felszabadulásúak. A tartós felszabadulás csökkenti az alkalmazási időt, csökkenti a toxicitást és fenntartja a hatékony gyógyszerkoncentrációt.

2.8. Ex vivo permeációs és bőrmegtartási tanulmányok

Ebben a vizsgálatban egy {{0}},6 százalékos Tween80 oldatot használtunk penetrációs felszabadító közegként. Exvivo penetrációs vizsgálatunkban a kvercetint nem tudtuk meghatározni a penetrációs kibocsátó közegben, ami azt mutatja, hogy a kvercetin nem hatol be a dermisbe és nem érte el a felszabadulási közeget, de a nioszómák jelentősen javították a kvercetin bőrretencióját (P < 0). {20}}5). A 6. táblázat szerint a kvercetin-nioszóma (1,92 plusz 0,74 ug/cm?), a kvercetin-nioszóma-1 százalékos propándiol (2,34 plusz 0,40 ug) bőrretenciója /cm?), és a kvercetin-transzferszómák (2,53 plusz 0,40 ug/cm-) szignifikánsan magasabbak voltak, mint a kvercetin-propándiol (0,65 plusz 0,10 ug/cm2) (P < 0,05).

3. Megbeszélés

Korábbi tanulmányok megállapították, hogy a C-3 pozícióban lévő szabad hidroxilcsoport fontos szerepet játszott a tirozináz gátlásában [50–52]. Ezzel szemben az 3-O-glikozidok gátolhatják a tirozináz aktív helyeihez való kötődésüket, és ez az oka annak, hogy a rutin nem mutatott tirozináz-ellenes aktivitást. Ezzel szemben a C-7 pozícióban található cukorrész csekély hatással volt az anti-tirozináz aktivitásra, és nem blokkolta a tirozinázzal való kelátképzést [51].

Azonban egy további hidroxilcsoport jelenléte a B gyűrű C-30 pozíciójában megnövelte a tirozináz gátlást [53,54]. A Breviszkapin nem mutatott tirozináz-ellenes aktivitást, mivel hiányzott belőle a C-3 hidroxilcsoport és a C-30 hidroxilcsoport, amelyek inkább az anti-tirozináz aktivitást befolyásolhatták, mint a 7- jelenlétét. O-glikozidok. A kvercetin és a morin szerkezet-aktivitás kapcsolatának elemzése során azt tapasztaltuk, hogy a morin IC50 értéke körülbelül 1/3-a a kvercetinnek, és az egyetlen különbség a kvercetin és a morin szerkezete között a hidroxilcsoportok helyzete a B gyűrűben.

Ezért az o-dihidroxilcsoportok jelenléte a B gyűrűben megnövelte az anti-tirozináz aktivitást. A fesztin IC50-értéke körülbelül 1/20-a volt a kvercetinének, és az egyetlen különbség a kvercetin és a fesztin szerkezete között az, hogy a festin a C-5 hidroxilcsoport hiánya az A gyűrűben. A C-5 pozícióban lévő hidroxilcsoport szintén fontos szerepet játszik a tirozináz gátlási aktivitás fokozásában, mivel a tirozináz aktív helyén a Cu2 pluszt a C-4 pozícióban lévő karbonilcsoporttal kelátizálhatja [50 ]. A kvercetin szabad hidroxilcsoportokkal rendelkezik, nemcsak a C gyűrű C-3 és C-5 pozíciójában, hanem a B gyűrű C-30 pozíciójában is. Így a kvercetin sokkal erősebben gátolja a tirozinázt, mint a többi flavonoid.

A flavonoidok nemcsak ígéretes tirozináz-ellenes hatással rendelkeznek, hanem erős antioxidáns hatással is rendelkeznek. A kvercetin további C-5 hidroxilcsoporttal rendelkezik; azonban mind a kvercetin, mind a fisetin azonos antioxidáns kapacitással rendelkezik, ami arra utal, hogy a C-5 hidroxilcsoport csekély hatással volt a gyökfogásra. A miricetin több hidroxilcsoportot tartalmaz a B gyűrűben, de nem mutatott erősebb antioxidáns aktivitást, mint a kvercetin vagy a fisetin. Ennek az lehet az oka, hogy a miricetin erős intermolekuláris hidrogénkötéseket tud kialakítani, és csökkenti a hidrogénatom adományozását.

Hasonlóképpen, a morin alacsonyabb antioxidáns kapacitást mutatott, mint a kvercetin és a fesztin a B gyűrű hidroxil konfigurációja miatt, ami azt mutatja, hogy a B gyűrűben lévő o-dihidroxil fontos a gyökfogó kapacitás növelésében. A rutin és a breviszkapin azonban szignifikánsan alacsonyabb antioxidáns kapacitással rendelkezett, mivel a rutin C-3 pozíciójában glikozidok vannak, amelyek sztérikus gátlást okoznak. A breviszkapin egyetlen hidroxilcsoporttal rendelkezik a B gyűrűben, és kevesebb szabad hidroxilcsoportot tartalmaz. Következésképpen az ebben a cikkben szereplő eredmények azt mutatják, hogy a B gyűrű hidroxil konfigurációja jelentős volt a flavonoidok antioxidáns kapacitása szempontjából, míg az A gyűrű csekély hatással volt a gyökfogó kapacitásra. Ezenkívül a hidroxilcsoport blokkolása vagy eltávolítása a C-3 pozícióban csökkentheti a flavonoidok gyökfogó képességét.

A Span60 és RH40 nem képes ionizációra. Ezért úgy tűnik, hogy a töltések a Span60 és RH40 hidrofil fejcsoportjai közötti kölcsönhatásból származnak, hidrogénkötéseket képezve [55], amikor töltött aggregátumok képződnek a lipofil Span60 és a hidrofil RH40 között.

Ezért a vezetőképesség a Span60 és az RH40 kombinációjának köszönhető. A vezetőképesség kezdetben nőtt, valószínűleg azért, mert az RH40-hez társuló Span60 hozzáadása töltött kevert micellákat képez. A Span60 növelésével a töltött aggregátumok száma is megnőtt, és a vezetőképesség fokozatosan nőtt. 9:11 tömegaránynál töréspont történt. A hirtelen változás arra utal, hogy az aggregátumok mikroszerkezete megváltozhat és nioszómák képződhetnek. A vezetőképesség ezt követően enyhén csökkent és viszonylag állandó maradt, ami nioszómák képződésére utalhat, mivel a töltések bezáródnak. A 13:7 tömegaránynál újabb töréspont következett be, és a vezetőképesség meredeken csökkent, azonban az aggregátumok mérete a Span60 növekedésével nőtt, valószínűleg a nagyobb multilamelláris nioszómák sűrű klaszterei és a fehér csapadék megjelenése miatt [56] ,57], ami a szabad töltésű aggregátumok csökkenését okozza.

A Span{0}}RH40 aggregátumok spontán szerkezeti átalakulását tovább erősítette az aggregátum mérete, valamint a vezetőképesség és a viszkozitás. Amikor az RH40 tömeghányada volt a domináns, az aggregátum mérete viszonylag állandó és kicsi volt. A rendszer vízszerű viszkozitású volt, és kevert micellák képződhetnek. A Span60 tömeghányadának növekedésével nőtt a rendszer hidrofóbsága, nőtt a viszkozitás és az aggregátum mérete. A növekvő Span60 nioszómák képződését idézheti elő. A Span60 további növekedésével azonban a viszkozitás és a méret is meredeken nőtt a bőséges, nagyobb multilamelláris nioszómák létezése miatt, amelyek csapadékképződést okoztak. A nioszómák képződését TEM is igazolta (3. ábra).

Amikor a Span60 koncentrációja alacsony volt, a Span{1}}RH40 rendszer vízszerű viszkozitású volt, és az aggregátum mérete viszonylag kicsi volt, ami kevert micellák képződését jelzi. A 9:11-es tömegarányról 13:7-re a rendszer viszkozitása és zavarossága egyszerre nőtt. A viszkozitás nyilvánvaló változása összefügghet a micella merev és viszkózus zajmá való átalakulásával, mivel a felületaktív anyagok szorosan össze vannak csomagolva, és kettős rétegek képződnek; ez a megfigyelés összhangban volt az irodalommal [57,58]. A 13:7 és 16:4 tömegarányok között a viszkozitás szignifikánsan megnőtt, valószínűleg a csapadékképződést okozó, bőséges, nagyobb multilamelláris nioszómák jelenléte miatt.

Érdekes módon a kvercetin-nioszómák kisebb méretűek voltak, mint az üres nioszómáké, amit korábban publikált tanulmányok [43] mutattak ki. Bemutatták, hogy ha a nioszómákat alkotó felületaktív anyagokkal jó affinitást mutató molekulákat építenének be a kettős rétegekbe, az a vezikulák méretének csökkenését okozná. Ez a megfigyelés a gyógyszerek és a nioszómák iránti erős affinitás hatására vezethető vissza a különböző lamellák összetartására, ami merevebbé teszi a membránt [14]. A kvercetin-liposzómák zéta-potenciáljának abszolút értéke alacsonyabb volt, mint az üres liposzómáké (3. táblázat). Ennek oka lehet a kvercetin és a felületaktív anyagok főcsoportjának kölcsönhatása, amely semlegesíti a nioszómák felületén lévő negatív töltéseket. Erről a megfigyelésről korábban is beszámoltunk; hogy a gyógyszerek csökkenthetik a negatív felületi töltéseket [59].

Megállapítottuk, hogy a kvercetin vízben és foszfátpufferben oldhatatlan. Korábbi vizsgálatokban a rosszul oldódó gyógyszerek penetrációs kibocsátó közegben való elnyelési állapotának fenntartásához gyakran használtak társoldószereket, beleértve az alkoholokat és a felületaktív anyagokat [14], ezért 0,6 százalékos Tween80-oldatot használtak védőeszközként. penetrációs kioldó közeg a mosogató állapotának megőrzéséhez.

A hatékonyságot tekintve azonban a bőrápolásban és a bőrbetegségek kezelésében hatékonyabb és biztonságosabb az összetevőket vagy gyógyszereket mélyen a bőrben visszatartani, mint a vérkeringésbe jutni. Vizsgálatunkban, bár a kvercetin nem hatol be a dermiszön keresztül a táptalajba, a bőrretenciós kísérletek azt mutatták, hogy a szabad kvercetinhez képest a nioszómák javították a kvercetin behatolását az epidermiszbe.

Ezért a nioszómák ígéretes szállítórendszerek lehetnek kozmetikai célokra és bőrbetegségek kezelésére. A kvercetin nagymértékben zsíroldékony, és alacsony vízoldhatósága korlátozza fejlesztését és alkalmazását. A kvercetinnel töltött nioszómák nemcsak a kvercetin vízoldhatóságát, hanem a bőrön keresztüli felszívódását is javították. A kvercetin-nioszómák bőrretenciója 3-szeresére nőtt a kvercetin-propándiol oldathoz képest. Miután a Span60-RH40 nioszómák eredeti készítményéhez 1 százalék propándiolt, egy penetrációfokozót adtunk, a bőrön keresztüli felszívódása javult, a kvercetin-transzferszómákéhoz hasonlóan.

4. Anyagok és módszerek

4.1. Anyagok

A kvercetint, morint, fesztint, miricetint, rutint és breviszkapint a DATIAN Biology Co.-tól (Shanxi, Kína), az -arbutint a Beijing Brilliance Biochemical Co., Ltd.-től (Peking, Kína) és az 1,1-difenilt{{ 3}}pikrilhidrazil (DPPH) a Guangzhou Qiyun Bio-technology Co-tól (Guangzhou, Kína). A nátrium-dihidrogén-foszfátot, a dinátrium-hidrogén-foszfátot, a dimetil-szulfoxidot (DMSO) és az abszolút etil-alkoholt a DAMAO CHEMICAL REAGENT FACTORY-tól (Tianjin, Kína) vásároltuk. A Span60-at a Tianjin Kemiou Chemical Reagent Co., Ltd.-től (Tianjin, Kína), a Cremophor RH40-et pedig a Guangzhou Jiefu Trading Co., Ltd.-től (Guangzhou, Kína) vásároltuk. Hím Sprague-Dawley patkányokat (200 ± 20 g) használtunk és szállítottunk a Guangdong Animal Experiment Center (Guangzhou, Kína) által. A patkányokat standard hőmérséklet, páratartalom és fényviszonyok között tartottuk, standard rágcsálótáppal és vízzel. A kutatást a Guangdong Pharmaceutical University Kísérleti Állat-etikai Bizottsága (NO. SPF2017120, Guangzhou, Kína) hagyta jóvá.

4.2. A flavonoidok in vitro tirozináz-gátló aktivitása

A tirozináz gátlási vizsgálatot egy korábbi vizsgálat alapján végezték el, kis módosításokkal [2]. A tirozináz gátlás aktivitását spektrofotométerrel határoztuk meg a dopakróm képződés nyomon követésével 493 nm-en. A 7. táblázat szerint a reakciórendszer 0,5 ml különböző koncentrációjú flavonoidot tartalmazott, beleértve az arbutint, kvercetint, morint, fesztint, rutint és breviszkapint, valamint 0,5 ml tirozinázt. (120 egység/ml foszfátpufferben, pH 6,8), amelyeket 1,5 ml foszfátpufferrel (pH 6,8) egyesítettünk. 30 ◦C-on 10 percig tartó inkubálás után 0,5 ml l-tirozint adtunk a rendszerekhez. A reakciórendszereket 30 ◦C-on 20 percig inkubáltuk, és az abszorbanciát 493 nm-en határoztuk meg. Arbutint használtunk pozitív kontrollként. A minta gátlásának mértékét 50 százalékos gátlási koncentrációban (IC50) fejeztük ki.

4.3. A flavonoidok in vitro antioxidáns hatása

A flavonoidok antioxidáns aktivitását a DPPH fehéredési sebességével mérték, amelyről Blois [60] számolt be. A DPPH gyökös formájában 515 nm hullámhosszon nyel el, de abszorpciója csökken antioxidáns vagy gyökös vegyület hatására. A flavonoidok DPPH gyökfogó aktivitását Rui Yang által leírt módszer szerint értékeltük, némi módosítással [61]. Röviden, 5 ml DPPH-t (30 µg/ml) kevertünk össze 0,1 ml abszolút etil-alkohollal és 0,1 ml különböző koncentrációjú mintákkal. Ezután a keverékek abszorbanciáját 515 nm-en határoztuk meg. A DPPH gyökfogó aktivitását a következőképpen számítottuk ki:

4.4. Nioszómák kialakítása

Korábbi kutatások és publikált cikkek alapján, amelyek kimutatták, hogy a Span60 egy gyakori felületaktív anyag, amelyet nioszómák képzésére használnak [15, 27, 31], nemionos felületaktív anyagok formulázási rendszerét terveztük Span60 és RH40 felhasználásával különböző tömegarányokban. A vezetőképességet, viszkozitást és méretet mint indexeket vizsgáltuk, hogy meghatározzuk a liposzómákat alkotó nemionos felületaktív anyagok megfelelő arányát.

A vizsgált Span60 és RH40 tömegaránya 4:16, 6:14, 8:12, 9:11, 10:10, 12:8, 13:7, 14:6 , 15:5 és 16:4 (teljes tömeg: 2 g). A Span60-et 80 ◦C-on megolvasztjuk, majd RH40-zel keverjük keverővel 2 percig. Ezután az elegyeket 100 ml vízzel 80 °C-on 10 percig hidratáltuk. A vezetőképesség (DDS-11A konduktométer, Shanghai Ridao Scientific Instruments Co., Ltd., Sanghaj, Kína), viszkozitás (Ubbelode viszkoziméter, 0,4–0,5 mm, Shanghai Liangjing Glass Instruments Factory, Sanghaj, Kína) és méret (Nano-ZS90, Malvern, Malvern, UK) nemionos felületaktív rendszereket szobahőmérsékleten mértünk.

4.5. Kvercetinnel töltött nioszómák előkészítése és értékelése

4.5.1. Kvercetinnel töltött nioszómák előállítása

A Span{0}}RH40 rendszer (3. ábra), Span60 és RH40 9:11 tömegarányú TEM-képe alapján úgy tűnik, hogy gömb alakú vagy ovális nioszómák képződnek. Ezért kvercetinnel töltött nioszómákat állítottunk elő 9:11 Span60/RH40 tömegaránnyal, mágneses keverőberendezéssel. Span60-et (0,9 g), RH40-et (1,1 g) és kvercetint (30 mg) összeolvasztunk. Ezután 100 ml 80 °C-os tisztított vizet adunk az elegyhez, és 10 percig hidratáljuk. A kvercetinnel töltött nioszómák kialakultak, majd szobahőmérsékletre hűtötték. Tiszta nioszómákat nyertünk nagynyomású homogenizálással 1500 bar nyomáson.

4.5.2. A kvercetinnel töltött nioszómák mérete, zéta-potenciálja és morfológiája

Az üres nioszómák és a kvercetinnel töltött nioszómák méretét és zéta potenciálját Malvern Zetasizer (ZS90 plusz MPT-2, Malvern, Malvern, Egyesült Királyság) segítségével mérték. A kvercetinnel töltött nioszómák morfológiáját transzmissziós elektronmikroszkóppal jellemeztük. A kvercetin-nioszóma mintákat rézrácsra helyeztük, és 1 perc múlva a felesleges mintát szűrőpapírral eltávolítottuk. TEM-et használtunk a minták megfigyelésére foszfovolfrámsavval történt negatív festés után.

4.5.3. A kábítószer-befogás hatékonysága

A kvercetinnel töltött nioszómák gyógyszerbefogási hatékonyságát minioszlopos centrifugálási technikával határoztuk meg. A minioszlopot hidratált Sephadex G50 diszperzióval állítottuk elő egy 5 ml-es fecskendőbe, amelyet 30 másodpercig centrifugáltunk 900 fordulat/perc sebességgel. A kvercetinnel töltött nioszómák egy aliquot részét (400 µl) a minioszlopba vettük, és az eluátumokat centrifugálással gyűjtöttük össze 1500 fordulat/perc mellett 3 percig. Az eluátumokat 10 ml-re hígítottuk metanollal, és vortexeltük, és a szűrt mintákból 10 µl-t injektáltunk nagy teljesítményű folyadékkromatográfiába (HPLC). Ezután a szabad kvercetint 25 ml 80%-os metanollal végzett centrifugálással eluáltuk, és a kvercetin tartalmát HPLC-vel határoztuk meg.

4.6. A kvercetin vízoldhatósága és egyensúlyi oldhatósága

A kvercetin vízoldhatóságát 15 ml tisztított vízzel, különböző pH értékű foszfát pufferrel (pH 5.0, 6.0, 6,8, 7,4, 8.{10}}) mértük. , és a felesleges kvercetint, és injekciós üvegekbe helyezzük. A fiolákat 24 órán át 37 °C-os vízfürdőben ráztuk, majd a felülúszót centrifugálás után HPLC-vel meghatároztuk.

A kvercetin egyensúlyi oldhatóságát n-oktanol-víz rendszerrel végeztük, n-oktanol/víz 1:1, 1:2, 1:3, 1:4, 1:5, 1:6, 1:5 arányú n-oktanol/víz arányával. 7 és 1:8. Ezután 70 µg/ml kvercetin oldatot állítottunk elő vízzel telített n-oktanol oldattal, és 1 ml 70 µg/ml kvercetin oldatot vettünk nyolc fiolába, majd 1 ml, 2 ml, 3 ml, 4 ml, 5 ml 6 ml, 7 ml és 8 ml tisztított vizet adtunk a megfelelő fiolákba.

Vizsgálták a kvercetin egyensúlyi oldhatóságát n-oktanol-puffer rendszerekben különböző pH-értékeken. Az n-oktanol-puffer arányát 1:2-re választottuk a kvercetin n-oktanol-víz rendszerben való egyensúlyi oldhatósága alapján. 2 ml térfogatú 70 µg/ml kvercetin oldatot és 4 ml n-oktanollal telített foszfát pufferoldatot adtunk különböző pH-értékeken az ampullákhoz, és az ampullákat 24 órán át 37 ◦C-on ráztuk. vízfürdő. Ezután 0,2 ml kvercetin oldatot vettünk az n-oktanol rétegben, és 5 ml-re (körülbelül 2,8 µg/ml) hígítottuk mozgófázissal (metanol -1 százalékos foszforsav=60:40). A mintákat HPLC-vel határoztuk meg. A standard kvercetin-n-oktanol oldatot (70 µg/ml) a fent leírtak szerint hígítottuk és határoztuk meg.

4.7. A kvercetin-nioszómák fotostabilitása

A kvercetin metanol oldatot (300 µg/ml) átlátszó fiolákba adtuk, és napfény alá helyeztük. Ezután HPLC-vel meghatároztuk a kvercetin tartalmát a következő időpontokban: 0, 12, 24, 36, 48, 60 és 72 óra. A kvercetin-nioszómákat átlátszó fiolákba osztottuk, és a fénystabilitást vizsgáló kamrába (PTOP-500B, Zhejiang TOP Instrument Co., Ltd., Zhejiang, Kína) helyeztük 4500 ± 500 LX megvilágítással 10 napig. A kvercetin-liposzómákból 0,2 g-os mintát vettünk ki a 0., 5. és 10. napon, és 10 ml etanolban feloldottuk. A mintákat HPLC-vel határoztuk meg centrifugálás és 0,22 µm-es Millipore szűrőmembránnal történő szűrés után. A fotostabilitást a különböző besugárzási időkben megmaradt kvercetin százalékos arányával értékeltük, összehasonlítva a nem exponált mintákkal.

4.8. In vitro felszabadulási tanulmány

4.8.1. A kvercetin oldhatósága különböző kibocsátási közegekben

A kvercetin oldhatóságát különböző felszabadulási közegekben vizsgálták, köztük {{0}},1 százalék , 0,2 százalék , 0,3 százalék , 0,4 százalék százalék , {{10}},6 százalék és 0,8 százalék Tween80 vizes oldat, valamint 0,2 százalék, 0,4 százalék és 0,6%-os SDS vizes oldat. Mindegyik fiolába 15 ml Tween80 és SDS különböző koncentrációjú vizes oldatát és feleslegben lévő kvercetint helyeztünk. A fiolákat 32 °C-os vízfürdőben 24 órán át rázattuk. 24 óra elteltével 5 ml szuszpenziót 3000 RMP-vel 15 percig centrifugáltunk, és a felülúszóból 0,2 ml-t 2 ml-re hígítottunk, és HPLC-vel meghatároztuk.

4.8.2. Kábítószer-felszabadulás dialízissel

Az 5. táblázatban bemutatott kvercetin oldhatósági vizsgálata azt szemlélteti, hogy a 0,8 százalékos Tween80 (pH 5.0) vizes oldat megfelelt a nyelési feltételeknek, és megfelelt az emberi bőr pH-értékének. Ezért a szabad kvercetin és a kvercetin-liposzómák felszabadulási viselkedését 0,8 százalékos Tween80 (pH 5,0) vizes oldatban vizsgáltuk.

A dializáló zacskót (8000–14,000 molekulatömeg-határérték) 2 százalékos NaHCO3 és 1 mmol/ml EDTA oldattal dolgoztuk fel. 10 ml (300 µg/ml) kvercetin-nioszómát és kvercetin-propándiol oldatot adtunk a dializáló zsákokba, és 1000 ml 0,8 százalékos Tween80 (pH 5,0) vizes oldatot tartalmazó oldóedénybe helyeztük 32 °C-on. Az oldóedényeket mágneses keverőre helyeztük 100 fordulat/perc sebességgel. A felszabadító közeget (2 ml) 1, 2, 4, 6, 8, 10, 12 és 24 óra elteltével eltávolítottuk, és üres felszabadító közeggel (2 ml) helyettesítettük. A kivett 2 ml felszabadító közeget 3000 fordulat/perc sebességgel centrifugáltuk 15 percig, és szűrtük. A felszabaduló kvercetin mennyiségét HPLC-vel határoztuk meg.

4.9. Ex vivo gyógyszer-permeációs és bőrretenciós tanulmányok

A patkányokat nyaki diszlokációval leölték, a hasi szőrzetet leborotválták, majd a hasi bőrt leválasztották és fiziológiás sóoldatba helyezték. Ezt követően a bőr alatti szövetet (izmot, zsírt és érrendszert) sebészeti ollóval és vérzéscsillapító csipesszel eltávolítottuk, majd fiziológiás sóoldattal 4 ◦C-on tároltuk további vizsgálat céljából.

A kvercetin-nioszómák, a kvercetin-nioszómák -1 százalékos propándiol, a kvercetin-transzferszómák (amelyek 9:11 tömegarányú foszfolipidből és Tween8-ból0) és a szabad kvercetin permeációs és gyógyszer-bőrretenciós vizsgálatai -propándiol oldatot végeztünk a transzdermális bejuttatásuk vizsgálatára TK-20B transzdermális diffúziós eszközzel, 2,99 cm2 effektív diffúziós területtel. Ezután a 0,6 százalékos Tween80 oldatot választottuk behatolást kibocsátó közegként. Bőrszöveteket helyeztünk a diffúziós sejt és a receptorsejt közé, és 0,4 ml kvercetin készítményt (ami 120 µg kvercetinnek felel meg) vittünk fel a bőrre. A penetrációs tápközeget (0,5 ml) 1, 2, 4, 6, 8, 10, 12 és 24 óra elteltével eltávolítottuk a receptorsejtből, a friss penetrációs táptalaj (0,5 ml) helyettesítésével. A különböző időpontokban kivett penetrációs közeget metanollal 7 ml-re hígítottuk, és centrifugálás és szűrés után HPLC-vel határoztuk meg.

A permeációs kísérlet után gyógyszer bőrretenciós kísérletet végeztünk. 24 óra elteltével a bőrszöveteket izoláltuk, majd 7 ml metanolban teljesen lenyírtuk, miután a felületről desztillált vízzel lemostuk a kvercetint, és 4 0 percig ultrahanggal extraháltuk. Ezután a mintákat vortexeljük és centrifugáljuk, majd a felülúszót HPLC-vel elemezzük, miután 0,22 µm-es Millipore szűrőmembránon átszűrtük.

4.10. HPLC módszer

Az analitikai oszlop Dimark C18 volt (150 mm × 4,6, 5 µm). A mozgó fázis metanolból és 1% H3PO4-ből (60:40, v/v) állt. Az áramlási sebességet 1 ml/perc értékre állítottuk be 30 °C-on és 10 µl injekciós térfogattal. A kvercetin csúcsot 363 nm-en detektáltuk.

4.11. Statisztikai analízis

Az adatokat a kísérletek átlaga ± szórás (SD) formájában fejezzük ki, és egytényezős varianciaanalízissel (ANOVA), majd Tukey-féle többszörös összehasonlítás utáni teszttel elemeztük. A P < 0,05 értékű statisztikai különbségek statisztikailag szignifikánsnak minősülnek.

5. Következtetések

Szűrtük a kvercetint, egy természetes flavonoidot, amely erős fehérítő és antioxidáns kapacitással rendelkezik, és liposzómákat állítottunk elő nemionos felületaktív rendszer segítségével, hogy javítsuk a kvercetin oldhatóságát, fotostabilitását és bőrbehatolási képességét.

A szerző hozzájárulásai:

Koncepció, WC és XL; módszertan, WC; szoftver, YH; érvényesítés, BL, YH és ZC; formális elemzés, BL; vizsgálat, JY; erőforrások, HX; adatkezelés, BL; írás – eredeti tervezet előkészítés, BL; írás – áttekintés és szerkesztés, XL; vizualizáció, WC; felügyelet, XL; finanszírozás beszerzése, XL

Finanszírozás:

Ez a kutatás nem kapott külső támogatást.

Összeférhetetlenség:

A szerzők nem nyilatkoznak összeférhetetlenségről.

Hivatkozások

1. Chhikara, N.; Kaur, R.; Jaglan, S.; Sharma, R.; Gat, Y.; Panghal, A. A Syzygium cumini bioaktív vegyületek és farmakológiai és élelmiszeripari alkalmazásai – Áttekintés. Élelmiszer funkció. 2018, 9, 6096. [CrossRef] [PubMed]

2. Carol López de Dicastillo Carol López Bustos, F.; Valenzuela, X.; López-Carballo, G.; Vilariño, JM; Galotto,MJ chilei bogyó, Ugni molinae, Turcz. Gyümölcs és levél kivonat érdekes antioxidáns, antimikrobiális és tirozináz gátló tulajdonságokkal. Food Res. Int. 2017, 102, 119–128.

3. Chiari, én; Vera, DM; Palacios, SM; Carpinella, MC A Dalea elegansból izolált 6-izoprenoid-szubsztituált flavanon tirozináz gátló hatása. Bioorg. Med. Chem. 2011, 19, 3474–3482. [CrossRef] [PubMed]

4. Sirat, HM; Rezali, MF; Ujang, Z. Isolation and Identification of Radical Scavenging and Tyrosinase Inhibition of Polyphenols from Tibouchina semidecandra. J. Agric. Food Chem. 2010, 58, 10404–10409. [CrossRef] [PubMed]

5. Xiong, Z.; Liu, W.; Zhou, L.; Chen, J. Apigenin által gátolt gomba (Agaricus bisporus) polifenol-oxidáz: Multi-spektroszkópos elemzések és számítógépes dokkoló szimuláció. Food Chem. 2016, 203, 430–439. [CrossRef] [PubMed]

6. Yan-Zhen, Z.; Da-Fu, C.; Geng, D.; Guo, R. The Substituent Effect on the Radical Scavenging Activity of Apigenin. Molekulák 2018, 23, 1989.

7. Handjani-Vila, RM; Ribier, A.; Rondot, B.; Vanlerberghie, B. Nemionos lipidek lamelláris fázisainak diszperziói kozmetikai termékekben. Int. J. Cosmet. Sci. 1979, 1, 303–314. [CrossRef] [PubMed]

8. Yoshida, H.; Lehr, CM; Kok, W.; Junginger, HM; Verhoef, JC; Bouwstra, JA Nioszómák peptid gyógyszerek orális adagolásához. J. Control. Release 1992, 21, 145–153. [CrossRef]

9. Uchegbu, IF; Dupla, JA; Kelland, LR; Turton, JA; Florence, AT A doxorubicin nioszómák aktivitása egy petefészekrák sejtvonal és három in vivo egértumor modell ellen. J. Drug Target. 1996, 3, 399–409. [CrossRef]

10. Alsarra, IA; Bosela, AA; Ahmed, SM; Mahrous, GM Proniosomes gyógyszerhordozóként a ketorolak transzdermális bejuttatásához. Eur. J. Pharm. Biopharm. 2005, 59, 485–490. [CrossRef]

11. Hong, M.; Zhu, S.; Jiang, Y.; Tang, G.; Pei, Y. Transferrinnel módosított hidroxi-kamptotecinnel töltött PEGilált liposzómák hatékony daganatcélzása. J. Control. Release 2009, 133, 96–102. [CrossRef] [PubMed]

12. Tavano, L.; Muzzalupo, R.; Picci, N.; de Cindio, B. Antioxidánsok ko-kapszulázása liposzómális hordozókba: Gastrointestinalis felszabadulási vizsgálatok táplálkozási alkalmazásokhoz. Colloid Surf. B Biointerface 2014, 114, 82–88. [CrossRef] [PubMed]

13. Sohrabi, S.; Haeri, A.; Mahboubi, A.; Mortazavi, A.; Dadashzadeh, S. Chitosan gélbe ágyazott moxifloxacin nioszómák: hatékony antimikrobiális hibrid rendszer égési fertőzések kezelésére. Int. J. Biol. Macromol. 2016, 85, 625–633. [CrossRef] [PubMed]

14. Kumar, N.; Goindi, S. Statisztikailag tervezett nemionos felületaktív vezikulák az itrakonazol dermális bejuttatására: Jellemzés és in vivo értékelés standardizált Tinea pedis fertőzési modell használatával. Int. J. Pharm. 2014, 472, 224–240. [CrossRef] [PubMed]

15. Cerqueira-Coutinho, C.; Dos Santos, EP; Mansur, CR Nioszómák, mint nanoszállító rendszerek a gyógyszerészetben. Crit. Rev. Ther. Drug Carr. Syst. 2016, 33, 195. [CrossRef]

16. Yeh, MI; Huang, HC; Liaw, JH; Huang, MC; Huang, KF; Hsu, FL A fekete tea kivonat nioszómái által történő bőrbejuttatása fényvédő szerként. Int. J. Dermatol. 2013, 52, 239–245. [CrossRef] [PubMed]

17. Manconi, M.; Sinico, C.; Valenti, D.; Loy, G.; Fadda, AM Nioszómák a tretinoin hordozóiként. I. Előkészítés és tulajdonságok. Int. J. Pharm. 2002, 234, 237–248. [CrossRef] 18. Manconi, M.; Valenti, D.; Sinico, C.; Lai, F.; Loy, G.; Fadda, AM Nioszómák a tretinoin hordozóiként: II. A hólyagos beépülés hatása a tretinoin fotostabilitására. Int. J. Pharm. 2003, 260, 261–272. [CrossRef]

19. Kunitake, T.; Takahata, Y. Szintetikus kétrétegű membrán. J. Am. Chem. Soc. 1977, 99, 3860–3861. [CrossRef]

20. Brady, JE; Evans, DF; Kachar, B.; Ninham, BM Spontán hólyagok. J. Am. Chem. Soc. 1984, 106, 4279–4280. [CrossRef]

21. Kaler, E.; Murthy, A.; Rodriguez, B.; Zasadzinski, J. Spontán hólyagképződés egyfarkú felületaktív anyagok vizes keverékeiben. Science 1989, 245, 1371–1374. [CrossRef] [PubMed]

22. Kaler, EW; Herrington, KL; Murthy, AK; Zasadzinski, JAN Anionos és kationos felületaktív anyagok keverékeinek fázisviselkedése és szerkezete. J. Phys. Chem. 1992, 96, 6698–6707. [CrossRef]

23. Uchegbu, IF; Vyas, SP Nem ionos felületaktív anyag alapú vezikulák (nioszómák) a gyógyszerszállításban. Int. J. Pharm. 1998, 172, 33–70. [CrossRef]

24. Mahale, NB; Thakkar, PD; Mali, RG; Walunj, DR; Chaudhari, SR Nioszómák: Új, nyújtott felszabadulású nemionos, stabil hólyagos rendszerek – Áttekintés. Adv. Colloid Interface Sci. 2012, 183–184, 46–54. [CrossRef] [PubMed]

25. Udupa, N.; Chandraprakash, KS; Umadevi, P.; Pillai, GK Formulation and Evaluation of Metotrexate Niosomes. Drug Dev. Commun. 1993, 19, 12. [CrossRef]

26. Uchegbu, IF; Florence, AT Nem ionos felületaktív vezikulák (nioszómák): Fizikai és gyógyszerészeti kémia. Adv. Colloid Interface Sci. 1995, 58, 1–55. [CrossRef]

27. Yoshioka, T.; Sternberg, B.; Florence, AT Szorbitán-monoészterek (Span 20, 40, 60 és 80) és egy szorbitán-triészter (Span 85) vezikulumainak (nioszómáinak) előállítása és tulajdonságai. Int. J. Pharm. 1994, 105, 1–6. [CrossRef]

28. Manosroi, A.; Wongtrakul, P.; Manosroi, J.; Sakai, H.; Sugawara, F.; Yuasa, M.; Abe, M. Koleszterinnel kevert különféle nemionos felületaktív anyagokkal készített vezikulák jellemzése. Colloid Surf. B Biointerface 2003, 30, 129–138. [CrossRef]

29. Alsarra, IA Proteaszómák értékelése, mint alternatív stratégia a piroxicam transzdermális bejuttatásának optimalizálására. J. Microencapsul. 2009, 26, 272–278. [CrossRef]

30. Sharma, S.; Das, A.; Dasgupta, A.; Lee, WM; Kim, JO; Ó, DH; Kim, DD; Kim, JS; Yoo, BY; Choi, HG; et al. Minoxidil nioszómák formulázása és in vitro értékelése a fokozott bőrbejuttatás érdekében. Int. J. Pharm. 2009, 377, 1–8.

31. Junyaprasert, VB; Singh, P.; Suksiriworapong, J.; Chantasart, D. Az ellagsav Span 60/Tween 60 nioszómáinak fizikai-kémiai tulajdonságai és bőráteresztése. Int. J. Pharm. 2012, 423, 303. [CrossRef] [PubMed]

32. Manosroi, A.; Khanrin, P.; Lohcharoenkal, W.; Götz, F.; Manosroi, W.; Manosroi, J. A liposzómákba töltött gallidermin transzdermális abszorpciójának fokozása patkánybőrön keresztül. Int. J. Pharm. 2010, 392, 304–310. [CrossRef] [PubMed]

33. Auda, SH; Fathalla, D.; Fetih, G.; El-Badry, M.; Shakeel, F. Nioszómák, mint transzdermális gyógyszeradagoló rendszer a celekoxibhoz: In vitro és in vivo vizsgálatok. Polym. Bika. 2016, 73, 1229–1245. [CrossRef]

34. Manosroi, A.; Jantrawut, P.; Manosroi, J. Diklofenak-dietil-ammóniummal zárt új rugalmas nioszómákat tartalmazó gél gyulladásgátló hatása. Int. J. Pharm. 2008, 360, 156–163. [CrossRef] [PubMed]

35. Shahiwala, A.; Misra, A. Tanulmányok a normálisan bezárt nimesulid helyi alkalmazásáról. J. Pharm. Pharm. Sci. 2002, 5, 220–225. [PubMed]

36. Pardakhty, A.; Varshosaz, J.; Rouholamini, A. Polioxietilén-alkil-éter-nioszómák in vitro vizsgálata inzulin szállítására. Int. J. Pharm. 2007, 328, 130–141. [CrossRef] 37. Abdelbary, G.; El-Gendy, N. Niosome-kapszulázott gentamicin szemészeti ellenőrzött szállításhoz. Aaps Pharmscitech 2008, 9, 740–747. [CrossRef] [PubMed]

38. Wadda Abbad, S.; Yu, F.; Munyendo, WLL; Wang, J.; Lv, H.; Zhou, J. Különböző nem-ionos felületaktív anyagokból előállított Morin-hidrát nioszómák formulálása, jellemzése és farmakokinetikája. Int. J. Pharm. 2013, 456, 446–458. [CrossRef]

39. Mishra, J.; Swain, J.; Mishra, AK A Tween20 határfelületi hidratációjának és viszkozitásának hőmérséklettől függő változásainak vizsgálata: Koleszterin (1:1) Nioszóma membrán, Fisetin fluoreszcens molekuláris szondaként. Phys. Chem. Chem. Phys. 2018, 20, 13279–13289. [CrossRef]

40. Procházková, D.; Boušová, I.; Wilhelmová, N. A flavonoidok antioxidáns és prooxidáns tulajdonságai. Fitoterápia 2011, 82, 513–523. [CrossRef]

41. Cherrak, SA; Mokhtari-Soulimane, N.; Berroukeche, F.; Bensenane, B.; Cherbonnel, A.; Merzouk, H.; Elhabiri, M. In vitro Antioxidáns kontra fémion kelátképző tulajdonságok flavonoidok: A Structure-Activity Investigation. PLoS ONE 2016, 11, e0165575. [CrossRef] [PubMed]

42. Amic, D.; Davidovic-Amic, D.; Beslo, D.; Rastija, V.; Lucic, B.; Trinajtic, N. SAR és QSAR a flavonoidok antioxidáns aktivitásáról. Curr. Med. Chem. 2007, 14, 827–845. [CrossRef] [PubMed]

43. Machado, ND; Fernando, SO; De Rossi, RH; Fernandez, MA Ciklodextrin módosított nioszómákat hidrofil vegyületek kapszulázására. RSC Adv. 2018, 8, 29909–29916. [CrossRef]

44. Imran, M.; Shah, MR; Ullah, F.; Ullah, S.; Elhissi, AMA; Navaz, W.; Ahmad, F.; Sadiq, A.; Ali, I. Glikozid alapú liposzómális nanohordozó a Cefixime fokozott in vivo teljesítményéhez. Int. J. Pharm. 2016, 505, 122–132. [CrossRef] [PubMed]

45. Hao, Y.; Zhao, F.; Li, N.; Yang, Y.; Li, K. Tanulmányok a kolhicin nagymértékű kapszulázásával kapcsolatban zajos rendszerrel. Int. J. Pharm. 2002, 244, 73–80. [CrossRef]

46. ​​Anandam, S.; Selvamuthukumar, S. Ciklodextrin nanoszivacsok gyártása kvercetin szállításhoz: fizikai-kémiai jellemzés, fotostabilitás és antioxidáns hatások. J. Mater. Sci. 2014, 49, 8140–8153. [CrossRef]

47. Lv, X.; Liu, T.; Ma, H.; Tian, ​​Y.; Li, L.; Li, Z.; Gao, M.; Zhang, J.; Tang, Z. Illóolaj alapú mikroemulziók készítése a kvercetin oldhatóságának, pH-stabilitásának, fotostabilitásának és bőrpermeációjának javítására. AAPS PharmSciTech 2017, 18, 3097–3104. [CrossRef]

48. Azzi, J.; Jraij, A.; Auezova, L.; Fourmentin, S.; Greige-Gerges, H. Új eredmények a kvercetin kapszulázására és ciklodextrinekkel, liposzómákkal és gyógyszer a ciklodextrinben a liposzómákban való tartósítására vonatkozóan. Food HydroColoid 2018, 81, 328–340. [CrossRef]

49. Smith, GJ; Thomsen, SJ; Markham, KR; Andary, C.; Cardon, D. A természetben előforduló 5-hidroxi-flavonok, flavonolok, glikozidjaik és alumíniumkomplexeik fotostabilitása. J. Photochem. Photobiol. A Chem. 2000, 136, 87–91. [CrossRef]

50. Kubo, I.; Kinsthori, I. A sáfrányvirág flavonoljai: Tirozináz gátló aktivitás és gátlási mechanizmus. J. Agric. Food Chem. 1999, 47, 4121–4125. [CrossRef]

51. Kim, YJ; Uyama, H. Tirozináz inhibitorok természetes és szintetikus forrásokból: Szerkezet, gátlási mechanizmus és perspektíva a jövőre nézve. Sejt. Mol. Life Sci. 2005, 62, 1707–1723. [CrossRef] [PubMed]

52. Kim, D.; Park, J.; Kim, J.; Han, C.; Yoon, J.; Kim, N.; Seo, J.; Lee, C. Flavonoids as Mushroom Tyrosinase Inhibitors: A Fluorescence Quenching Study. J. Agric. Food Chem. 2006, 54, 935–941. [CrossRef] [PubMed]

53. Fan, M.; Zhang, G.; Hu, X.; Xu, X.; Gong, D. A kvercetin mint tirozináz inhibitor: gátló aktivitás, konformációs változás és mechanizmus. Food Res. Int. 2017, 100, 226–233. [CrossRef] [PubMed]

54. Didem ¸Söhreto ˘glu Suat, S.; Burak, B.; Özel, A. Tirozináz gátlás egyes flavonoidokkal: Inhibitor aktivitás, mechanizmus in vitro és silico vizsgálatok alapján. Bioorg. Chem. 2018, 81, 168–174. [CrossRef] [PubMed]

55. Gopinath, D.; Ravi, D.; Karwa, R.; Rao, B.; Shashank, A.; Rambhau, D. A zidovudin farmakokinetikája koleszterinmentes új nioszómakészítmény intravénás bolus beadása után. Arzneimittelforschung 2011, 51, 924–930. [CrossRef] [PubMed]

56. Ghosh, S.; Ghatak, C.; Banerjee, C.; Mandal, S.; Kuchlyan, J.; Sarkar, N. Micella-vezikula-micella spontán átmenete kationos felületaktív anyag és anionos felületaktív anyag-szerű ionos folyadék keverékében: Tiszta, lipidmentes kis, egyrétegű vezikuláris sablon, amelyet oldószer- és forgási relaxációs vizsgálathoz használnak. Langmuir 2013, 29, 10066–10076. [CrossRef]

57. Sakai, T.; Ikoshi, R.; Toshida, N.; Kagaya, M. Termodinamikailag stabil vezikulumképződés és egyfarkú anionos felületaktív anyag vezikula-micellája átalakulása vízben. J. Phys. Chem. B 2013, 117, 5081. [CrossRef]

58. Ghosh, S.; Mondal, S.; Pan, A.; Mitra, RK; Ghosh, S. Egy kationos gemini felületaktív anyag ionos folyadék által közvetített micella-vezikula átalakulása: spektroszkópiai vizsgálat. Soft Matter 2018, 14, 4185–4193.

59. Mukherjee, B.; Patra, B.; Layek, B.; Mukherjee, A. Az acyclovir tartós felszabadulása nano-liposzómákból és nano-liposzómákból: In vitro vizsgálat. Int. J. Nanomed. 2007, 2, 213–225.

60. Blois, MS Antioxidáns-meghatározások stabil szabad gyök használatával. Természet 1958, 181, 1199–1200. [CrossRef]

61. Rui, Y.; Ying, G.; Weixin, W.; Chen, H.; Ő, Z.; Jia, A.-Q. A fenolok antioxidáns kapacitása Camellia nitidissima Chi virágokban és azonosításuk HPLC Triple TOF MS/MS segítségével. PLoS ONE 2018, 13, e0195508.

Minta elérhetősége:

A vegyületek mintái nem állnak rendelkezésre a szerzőktől.

© 2019 a szerzőktől. License MDPI, Basel, Svájc. Ez a cikk egy nyílt hozzáférésű cikk, amelyet a Creative Commons Attribution (CC BY) licenc feltételei és feltételei szerint terjesztenek (http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/).

Beérkezett: 2019. április 2.; Elfogadva: 2019. június 21.; Közzétéve: 2019. június 24

For more information:1950477648nn@gmail.com