A dendritesejt alapú vakcinák lehetőségei a 3-as típusú veleszületett limfoid sejtpopulációk modulálására

Absztrakt:

A dendritesejtes (DC) vakcinák az immunterápia egyik fajtája, amely a DC-k és az immunrendszer más aspektusai közötti kommunikáción alapul. A DC-k erős antigénprezentáló sejtek, amelyek részt vesznek a veleszületett immunválaszok aktiválásában és az adaptív immunitás oktatásában, így ideális célpontjai az immunterápiáknak. A veleszületett limfoid sejteket (ILC) viszonylag újonnan azonosították az immunológia területén, és fontos szerepük van az egészségben és a betegségekben. Az itt leírt tanulmányok a 3-as típusú ILC-k (ILC3-ok) és a DC-k közötti kommunikációt tárták fel a DC-alapú vakcinázás egérmodellje segítségével. Lokális és szisztémás változásokat figyeltek meg az ILC3-populációkban egy DC vakcina beadását követően, és B16F10 melanomasejtekkel való fertőzés esetén változásokat figyeltek meg a tüdő ILC3-populációiban. A DC-k és az ILC3-ak közötti kölcsönhatásokat tovább kell vizsgálni, hogy meghatározzuk, milyen potenciállal rendelkeznek kommunikációjuk az egészség, a betegségek és az immunterápiák fejlesztése terén.

cistanche tubulosa – erősíti az immunrendszert

Kulcsszavak:

dendrites sejt (DC); 3. típusú veleszületett limfoid sejt (ILC3); veleszületett; kommunikáció

1. Bemutatkozás

A veleszületett limfoid sejtek (ILC) a leukociták heterogén csoportja, amelyek közös limfoid progenitor sejtekből származnak, és amelyek döntő szerepet játszanak a szövetek fejlődésében, helyreállításában és homeosztázisában. Az ILC-ket különféle gyulladásos betegségekkel, köztük gyulladásos bélbetegségekkel, pikkelysömörrel, asztmával és különféle autoimmun betegségekkel hozták összefüggésbe [1]. A transzkripciós faktorok, citokinprofilok és specifikus fenotípusos markerek kifejeződése alapján jellemzően három fő csoportra osztják őket, az 1-es típusú (ILC1), a 2-es típusra (ILC2) és a 3-as típusra (ILC3) [2]. A természetes gyilkos (NK) sejteket hasonlóságuk miatt néha az ILC1-ek részhalmazaként csoportosítják; azonban kimutatták, hogy az NK-sejtek az ILC1-től eltérő jellemzőkkel rendelkeznek, mint például a transzkripciós faktor expressziója és a citolitikus aktivitás, amelyek megkülönböztetik őket az ILC-k saját altípusaként [3]. Sokan azonban még mindig az NK-sejteket az ILC1-ek részhalmazának tekintik [4]. Hasonló citokinprofiljaik, transzkripciós faktoraik és immunológiai funkcióik miatt az ILC-k (NK-sejtek, ILC1-ek, ILC2-k és ILC3-ak) az adaptív immunrendszer citotoxikus T-limfocitákat, Th1-et, Th2-t és Th17-et tükröző összetevőinek veleszületett megfelelőinek tekinthetők. válaszokat, illetve [4]. A T-sejtekkel ellentétben azonban nem rendelkeznek antigén-specifikus receptorokkal [5].

A DC-k veleszületett leukociták, amelyek kritikusak az immunválasz és a tolerancia kiváltásában. Olyan mintázatfelismerő receptorokkal rendelkeznek, amelyek felismerik a patogénnel és/vagy károsodással összefüggő molekuláris mintákat, és a leghatékonyabb antigénprezentáló sejtek [6]. Az antigénprezentáció és a citokinszekréció révén a DC-k meghatározhatják a naiv T-sejtek sorsát, és pro-inflammatorikus válaszokat vagy immunszuppressziót indukálhatnak. A T-sejteket meg lehet tanítani arra, hogy felismerjenek egy antigént veszélyesnek és megtámadják, vagy nem veszélyesnek, és tolerogén fenotípust vegyenek fel [6]. A DC-k részt vesznek a veleszületett immunitás aktiválásában, valamint az adaptív immunitás oktatásában is. Közvetlen érintkezés vagy különböző citokinek és oldható faktorok termelődése révén a DC-k más veleszületett leukocitákat aktiválhatnak, és elősegíthetik a veleszületett immunválaszokat [7].

A DC-k erejét olyan immunterápiákban hasznosították, mint például a DC vakcinák. A DC vakcinákat úgy állítják elő, hogy izolálják a DC-ket egy páciensből, vagy izolálják a DC-prekurzorokat és származtatják a DC-ket. Ezeket a DC-ket ex vivo manipulálják, ami magában foglalja a DC-k érését immunogén módon. A DC-k specifikus antigénekkel is fel vannak töltve, ami az oltóanyag célja, hogy immunogén válaszokat fejlesszen ki [8]. A DC vakcinák olyan immunterápiás platform, amely kihasználja a DC-k azon képességét, hogy az adaptív immunrendszert antigén-specifikus válaszok, különösen antigén-specifikus citotoxikus T-sejtek indukálására oktatják. Ezért a DC vakcinákkal kapcsolatos kutatások többsége a DC-k képességére összpontosított az adaptív immunrendszer oktatására. Az elmúlt években azonban kimutatták, hogy a DC-k és az NK-sejtek közötti kapcsolat erőteljesen befolyásolja a daganatellenes immunitást, ami döntő fontosságú a DC-oltás hatékonysága szempontjából [9–11]. Ez azt bizonyítja, hogy fontos a DC-k és a különböző veleszületett leukociták közötti egyéb kapcsolatok feltárása, valamint az, hogy ezek a kommunikációk milyen hatással lehetnek a DC vakcinák hatékonyságára. Mivel az NK sejtek az ILC család részét képezik, és az ILC-k T-sejtekhez való közeli hasonlósága miatt [5], az itt bemutatott tanulmányok célja a DC-k és az ILC család másik tagja, az ILC3-ak közötti lehetséges kapcsolat vizsgálata volt. Monocita eredetű DC (moDC) vakcinaplatformot használtunk, ahol a DC-ket ex vivo állítottuk elő egér csontvelő-prekurzor sejtekből. A MoDC vakcinák a DC vakcinák leggyakoribb formája, mivel a történelem során ezeket volt a legkönnyebb előállítani [12].

A cistanche előnyei a férfiak számára – erősítik az immunrendszert

Kattintson ide a Cistanche Enhance Immunity termékek megtekintéséhez

【Kérjen többet】 E-mail:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

Az ILC3-nak fontos szerepe van a bél homeosztázisában, az extracelluláris baktériumok elleni immunitásban és a limfoid szövetek fejlődésében [5]. Az ILC3-ak csoportokra oszthatók, amelyek a felületi markerek expresszióját és a citokintermelést tekintve eltérőek. Azonban minden ILC3 kifejezi ROR t [13]. Az ILC3-ak egyik alcsoportja az ILC3-nyirokszövet-induktor sejtek, amelyek fontosak az organogenezisben [14]. Az ILC3-ak a természetes citotoxicitási receptor (NCR) expressziója alapján is feloszthatók, ami egerekben NKp46 expresszió [15,16], emberben pedig NKp44 [17,18]. Ezért vannak olyan NCR+ és NCR-ILC3-ak, amelyek funkcionális kapacitásukban és fenotípusos jellemzőikben különböznek. Például azt javasolták, hogy az NCR+ ILC3-ok IL-22-t termelnek, de IL-17-t nem, míg az NCR-ILC3-ok mindkét citokint képesek termelni [19]. Fiancette és munkatársai egy közelmúltbeli tanulmányában azonban kimutatták, hogy az NCR+ ILC3-ak kis mennyiségű IL-17 termelésére képesek [20]. Rankin et al. egereken kimutatták, hogy az NCR+ ILC3-okhoz a T-bet transzkripciós faktor szükséges. Ezért az NCR+/− ILC3-ak megkülönböztethetők az NKp46 és a T-bet expressziója alapján. Az itt leírt vizsgálatokban az egér ILC3-okat a lineage-CD45+DX5-ROR t + alapján határozták meg, az NCR+ ILC3-ak szintén T-bet+NKp46+, az NCR-ILC3-ok pedig a T-bet-NKp46. − (1. táblázat és A. függelék A1–A3. ábrák).

1. táblázat: Áramlási citometriás elemzéssel meghatározott ILC3 részhalmazok.

Ennek a kutatásnak az volt a célja, hogy segítsen tisztázni, hogy van-e kommunikáció a DC vakcinák és az ILC3-ak között, valamint azt, hogy kölcsönhatásaik milyen potenciállal rendelkeznek a DC immunterápiákban. Kimutatták, hogy az ILC3-ak különféle betegségekben és rákos megbetegedésekben szerepet játszanak, ezért különféle immunterápiás összefüggésekben potenciálisak. Az ILC3-ak viszonylag újak az immunológia színterén, és ennek eredményeként a betegségekre és a kezelésekre gyakorolt ​​hatásukat korlátozottan vizsgálták. Az ILC3-ak külső ingerekre reagálnak, amelyek meghatározzák tevékenységüket, és azt, hogy elősegítik-e a daganatok progresszióját vagy elnyomását [21,22]. A Th17 sejtekhez hasonlóan az ILC3-ak is rendelkeznek ROR t transzkripciós faktorral, és Th17 válasz citokineket termelnek, például IL-17 és IL-22. Az IL-22 fontos a bakteriális bélfertőzések leküzdésében [16]. A baktériumok által kiváltott vastagbélrák modelljében azonban kimutatták, hogy a vastagbélben lévő ILC-kből származó IL-17 és IL-22 hozzájárult a vastagbélrák kialakulásához [23]. Ezenkívül az ILC3-kat korrelálták az emlőrákok negatív kimenetelével [24]. Ezzel szemben összefüggést figyeltek meg az NCR+ ILC3-ak és a tercier lymphoid struktúrák (TLS) és a nem kissejtes tüdőrákok jobb klinikai kimenetele között [18]. Ezenkívül egy közelmúltban végzett tanulmány az ILC3-kat vizsgálta vastag- és végbélrákban. A vizsgálat során az ILC1-ek növekedését és az ILC3-ok csökkenését figyelték meg a reszekált vastag- és végbéldaganatok betegmintáiban, összehasonlítva a nem rosszindulatú szomszédos szövetekkel. Az RNS-szekvenálás és a transzkripciós profilalkotás kimutatta, hogy az ILC3-k nagyobb plaszticitással és eltérő funkcionális kapacitással rendelkeznek a vastag- és végbéldaganatokban, mint a nem rosszindulatú szövetekben. Érdekes módon az RNS-szekvenálás azt is sugallta, hogy a tumorba beszűrődő ILC3-ok plaszticitása megnövekedett, hogy ILC1 fenotípusra váltsanak. A tanulmány azt figyelte meg, hogy az ILC3 kölcsönhatások T-sejtekkel támogatták az I. típusú immunitást, és vastagbélrák esetén ezek a kölcsönhatások korlátozottak, ami gátolja a daganatellenes válaszokat. Ez támogatja az ILC3 fontos funkcióját a daganatellenes immunitásban. Összességében a tanulmány bemutatta az ILC3-nak az immunológiai homeosztázis és a vastagbélrák szabályozásában betöltött jelentős szerepét [25]. Ezért az ILC3-nak kettős szerepe van az egészségben és a betegségekben. Elősegíthetik a rák progresszióját [23,24,26], de hozzájárulhatnak a daganatellenes válaszokhoz is [18,25,27,28]. Fenotípusuk és a rákhoz való hozzájárulásuk kontextusfüggőnek tűnik, ami azt jelzi, hogy az ILC3-ok immunterápiával manipulálhatók, hogy olyan fenotípust kapjanak, amely segíti a rákellenes válaszokat, nem pedig a tumor progresszióját. Így a DC-alapú vakcinák egy lehetséges módszert jelentenek a tumor mikrokörnyezetének befolyásolására az ILC fenotípusok és azok citokintermelésének manipulálásával, ami lehetővé tenné az immunválasz a körülményekhez szabott testreszabását, és előnyös lehet a rákkutatásban.

Mivel a DC-k és az ILC3-ak közötti kommunikációról korlátozott kutatások folynak, különösen a DC-oltással összefüggésben, az itt leírt vizsgálatok az ILC3-populációban bekövetkezett változásokat vizsgálták egy DC-alapú vakcina egereknek történő beadását követően. Ebben a cikkben a DC-alapú vakcina és az ILC3-ak közötti kommunikációt figyelték meg, ami a vakcinának az ILC3 válaszokra gyakorolt ​​tartós hatásán keresztül mutatkozott meg legalább 10 napig az immunizálás után.

cistanche tubulosa – erősíti az immunrendszert

2. Eredmények

2.1. Mind az NCR+, mind az NCR- ILC3-ok száma megnőtt a helyi elvezető nyirokcsomóban DC vakcinák beadása után 

DC vakcinát állítottunk elő úgy, hogy ex vivo differenciáltuk a DC-ket az egér-csontvelő-eredetű sejtektől. Ezeket a DC-ket stimulálták, hogy elősegítsék érésüket, hogy immunogén fenotípust szerezzenek. A DC-ket ezután peptiddel töltöttük fel. Mivel ez a tanulmány a két veleszületett leukocita, DC-k és ILC3-ak közötti kommunikáció természetére összpontosít, a vakcina előállításához kiválasztott peptid szándékosan irreleváns volt biológiai modellünk szempontjából, hogy elkerüljük, hogy az antigén-specifikus T-sejtek zavaró változóvá váljanak. Ezért a DC vakcinát csirke-ovalbumin-eredetű peptiddel töltöttük fel.

Annak vizsgálatához, hogy a DC vakcináció befolyásolja-e az ILC3 populációkat, először megvizsgáltuk, hogy vannak-e különbségek a vakcinázási helyhez közeli cellulárisságban. A DC vakcinációt követően a lokális elvezető nyirokcsomókban változások következtek be, amelyek magukban foglalták az ILC3-ok számának növekedését (1. ábra). Az ILC3-ok növekedésének kinetikája azt mutatta, hogy az ILC3-ok fokozatosan növekedtek a DC vakcinázást követően (1b, c ábra). Felmérték az NCR+ és NCR- ILC3-ok számát a lokális elvezető nyirokcsomóban, és mindkét szubpopuláció nőtt a DC vakcina beadását követően. Bár mind az NCR+, mind az NCR-ILLC3 populáció a DC vakcinázást követő három nappal érte el a csúcsot, az NCR-ILLC3-ok az immunizálás után hét nappal visszatértek a homeosztatikus számra, míg az NCR+ ILC3-ok száma szignifikánsan magasabb maradt az ál-kezelt kontroll egerekhez képest.

1. ábra: A természetes citotoxicitás receptorok (NCR)+ és NCR− 3-as típusú veleszületett limfoid sejtek (ILC3-ok) száma megemelkedett a lokális elvezető nyirokcsomóban DC immunizálást követően. Nőstény C57BL/6 egereket oltottunk be DC vakcinákkal hátsó lábpárna injekciókkal. A poplitealis nyirokcsomókat ILC3 populációkra vizsgáltuk. (a) Meghatároztuk a nyirokcsomó sejtjeinek teljes számát. A (b) NCR− ILC3 és (c) NCR+ ILC3 felhalmozódása a nyirokcsomóban és azon CD{{10}} sejtek százalékos aránya a nyirokcsomóban, amelyek (d) NCR− ILC3 és (e) NCR+ ILC3s. Mindegyik oszlop négy poplitealis nyirokcsomó adatait jelöli. Student-féle t-tesztet alkalmaztunk minden időpontban a szignifikáns különbségek meghatározására a foszfáttal pufferolt sóoldattal (PBS) beoltott kontroll egerek és a DC vakcinával beoltott egerek között (p-értékek * < 0). 21}}5, ** < 0,005, *** < 0,0005 és **** < 0,0001). Reprezentatív pontdiagramok, amelyek az (f) NCR− ILC3 és (g) NCR+ ILC3 átlagos számát mutatják a drenáló popliteális nyirokcsomóban. A grafikonok az átlagot mutatják a szórással.

2.2. A DC vakcinák növelték az ILC3 citokintermelést a lépben anélkül, hogy megváltoztatták volna a lép ILC3-ak teljes számát

Ezután az ILC3 populációk szisztémás változásait vizsgáltuk a lép, a legnagyobb másodlagos limfoid szerv [29] értékelésével, egy héttel a DC vakcinázást követően, amely laboratóriumunk standard időpontja a leukociták változásának szisztémás értékelésére. Nem volt szignifikáns különbség a lépben lévő NCR+ vagy NCR− ILC3 teljes számában (2. ábra).

2. ábra: Nem volt változás a lép ILC3-ak számában a DC immunizálás után. Nőstény C57BL/6 egereket (n=8 [PBS] vagy 10 [DC]) oltottunk be DC vakcinákkal hátsó lábpárna injekciókkal. A lépeket az oltás után egy héttel begyűjtöttük, és megvizsgáltuk az ILC3 populációkat. Az (a) NCR− ILC3 és (b) NCR+ ILC3 sejtek teljes száma a lépben (és a T-bet geometriai átlag fluoreszcens intenzitása az NCR+ ILC3 esetén) és a lép CD{14}} sejtek százalékos aránya, amelyek (c) NCR− Az ILC3-kat és a (d) NCR+ ILC3-kat áramlási citometriás analízissel követtük és mennyiségileg meghatároztuk. Student-féle t-tesztet alkalmaztunk a foszfáttal pufferolt sóoldattal (PBS) beoltott kontrollegerek és a DC-vel beoltott egerek populációi közötti szignifikancia meghatározására. Az eszközök nem különböztek lényegesen. Reprezentatív pontdiagramok, amelyek a lép (e) NCR− ILC3 és NCR+ ILC3 átlagos számát mutatják. A szórást és az átlagot a grafikonoszlopok és a hibasávok képviselik.

Mivel az ILC3 citokinprofilokat környezeti tényezők befolyásolhatják, az IL-22 és IL-17 ILC3 termelődését a lépben egy héttel a DC vakcinázást követően mérték. A DC vakcinával kezelt egerekben megnövekedett az IL-17 vagy IL-22 vagy mindkét citokint termelő ILC3 mennyisége a kontroll egerekhez képest (3. ábra).

3. ábra. A DC immunizálást követően megnövekedett az IL-17 és IL-22 lép ILC3-ai. Nőstény C57BL/6 egereket (n=12–18) oltottunk be DC vakcinával hátsó lábpárna injekcióval. A kontroll egereket foszfáttal pufferolt sóoldattal (PBS) kezeltük. Egy héttel az immunizálás után a lépeket begyűjtöttük, és megvizsgáltuk IL-17- és IL{{10}}termelő ILC-kre. Az (a) IL-17, (b) IL-22 és (c) IL-17 és IL{{ képződményt termelő lineage−CD127+DX5− sejtek száma 16}} és a hozzájuk tartozó geometriai átlag fluoreszcens intenzitást intracelluláris citokinfestéssel és áramlási citometriával határoztuk meg. Az adatokat kétutas ANOVA teszttel elemeztük (p-értékek * < 0,05, ** < 0,005). (d) A reprezentatív pontdiagramok az IL-17 és/vagy IL-22-t termelő lép CD45+ lineage−CD127+DX5− sejtek átlagos számát mutatják. A grafikonok az átlagot mutatják a szórással.

2.3. ILC3 szubpopulációk a DC immunizálást és a B16F10 melanoma sejtekkel történő kihívást követően

Az ILC3-k kettős szerepet játszhatnak a rák progressziójában azáltal, hogy hozzájárulnak mind a pro-, mind az antitumorogén válaszokhoz [22]. Ezért a DC vakcináció hatását az ILC3 válaszokra rák összefüggésben vizsgálták. Az egereket DC vakcinákkal kezelték, majd egy héttel később intravénásán B16F10 melanomasejtekkel fertőzték meg őket, ami a tüdő beoltását eredményezte. Mint már említettük, mivel csak a veleszületett immunitás összetevőit értékelték, a vakcina antigén-specifikus oktatását nem kellett a kísérleteinkben értékelni, ezért a használt melanoma modell nem expresszált ovalbumint, ami a peptidet a DC-kbe töltötte. irreleváns. A kinetikai kísérlet (1. ábra) azt mutatta, hogy az ILC3-ak lokális válaszai három napon belül megfigyelhetők. Ezért három nappal a fertőzés után megvizsgáltuk az ILC3 szubpopulációk számát és citokintermelő képességét a lépben és a tüdőben. A naiv egerek lépében megfigyeltekhez hasonlóan nem volt szignifikáns különbség a lép NCR+ és NCR− ILC3 teljes számában a kontrollcsoport és a DC-immunizált csoport között (4. ábra). A naiv modelltől eltérően azonban a lépben már nem történt változás az IL-17 és/vagy IL-22 termelésében (5. ábra).

4. ábra: Nem változott a lép ILC3-ak összszáma a DC vakcináció és a B16F10 melanoma sejtekkel való fertőzés után. Nőstény C57BL/6 egereket (n=10) oltottunk be DC vakcinákkal hátsó lábpárna injekcióval, majd egy héttel később az egereknek 3 × 105 B16F10 sejtet adtunk be farokvéna injekcióval. A lépeket begyűjtöttük, és három nappal a B16F10 beadása után megvizsgáltuk az ILC3 populációk felhalmozódását. A lép (a) NCR− ILC3 és (b) NCR+ ILC3 sejtek száma (és a T-bet geometriai átlagos fluoreszcens intenzitása az NCR+ ILC3 esetén) és azon lép CD{20}} sejtek százalékos aránya, amelyek (c) NCR− Az ILC3-kat és a (d) NCR+ ILC3-kat figyeltük és áramlási citometriával határoztuk meg. Student-féle t-tesztet alkalmaztunk a foszfáttal pufferolt sóoldattal (PBS) kezelt kontrollegerek és a DC-vel beoltott egerek populációi közötti szignifikancia meghatározására. Az eszközök nem különböztek lényegesen. A reprezentatív pontdiagramok a lép (e) NCR− ILC3 és NCR+ ILC3 átlagos számát mutatják. Az átlagot és a szórást oszlopdiagramok és hibasávok ábrázolják.

5. ábra. Nem változott a lép IL-17 és/vagy IL-22-termelő ILC-k száma a DC vakcináció és a B16F10 melanoma sejtekkel való fertőzés után. Nőstény C57BL/6 egereket (n=10) oltottunk be DC vakcinákkal hátsó lábpárna injekcióval, majd egy héttel később 3 × 105 B16F10 sejtet adtunk be intravénásan. Három nappal később a lépeket begyűjtöttük, és megvizsgáltuk az ILC3 citokintermelést. Az (a) IL-17, (b) IL-22 és (c) mind az IL-17, mind az IL-17 sejtek számát Az IL-22 és a hozzájuk tartozó geometriai átlag fluoreszcens intenzitást intracelluláris citokinfestéssel és áramlási citometriával határoztuk meg. Az adatokat kétutas ANOVA teszttel elemeztük, és nem mutattunk ki szignifikáns különbséget a DC-vel vakcinált egerek és a foszfáttal pufferolt sóoldattal (PBS) kezelt kontrollok között. (d) A reprezentatív pontdiagramok az IL-17 és/vagy IL-22-t termelő lép CD45+vonalbeli CD127+DX5- sejtek átlagos számát mutatják.

A B16F10 sejtek intravénás injekciója a farokvénán keresztül a szintetikus melanoma tüdőmetasztázisok gyakori egérmodellje [30]. Ezért a tüdőt is megvizsgálták, hogy meghatározzák az ILC3 szubpopulációk számát, és értékeljék azok citokintermelését.

Csökkent az NCR− ILC3-ak száma, és ezzel párhuzamosan nőtt az NCR+ ILC3-ak száma (6. ábra). A DC vakcinációnak azonban nem volt megfigyelhető hatása az ILC3-közvetített citokintermelésre a tüdőben (7. ábra).

6. ábra: DC immunizálást és B16F10 sejtekkel való fertőzést követően számszerű változásokat észleltünk a tüdő ILC3 alpopulációiban. Nőstény C57BL/6 egerek (n=10) kaptak DC vakcinát hátsó lábpárna injekcióval, majd egy héttel később 3 × 105 B16F10 sejtet adtak be intravénásan. Három nappal a fertőzés után a tüdőt áramlási citometriával megvizsgáltuk az (a) NCR− ILC3 és (b) NCR+ ILC3 számának (és a T-bet geometriai átlagos fluoreszcens intenzitásának az NCR+ ILC3 esetén) és a CD{ százalékának meghatározására. {18}} sejteket, amelyek (c) NCR−ILC3-ak és (d) NCR+ ILC3-ok voltak. Student-féle t-tesztet alkalmaztunk a szignifikancia meghatározására a foszfáttal pufferolt sóoldattal (PBS) kezelt kontroll egerekben és a DC-vel beoltott egerekben (p-értékek*)<0.05, *** <0.0005, and **** < 0.0001). Representative dot plots showing the average number of pulmonary (e) NCR− ILC3s and NCR+ ILC3s. The graphs display the mean with the standard deviation.

7. ábra.Nem változott a tüdőben IL-17 és/vagy IL-22 termelő ILC3-ak számában a DC vakcináció és a B16F10 melanoma sejtekkel való fertőzés után. Nőstény C57BL/6 egereket (n=10) oltottunk be DC vakcinákkal hátsó lábszár injekcióval, majd egy héttel később intravénásan 3 × 105 B16F10 sejtet adtunk be nekik. Három nappal később a tüdőt begyűjtöttük, és megvizsgáltuk az ILC{12}}közvetített citokintermelést. A (a) IL-17, (b) IL-22 és (c) intracelluláris citokinfestéssel és áramlási citometriával határoztuk meg mind az IL{{0}}-ot, mind az IL-22-t, valamint a megfelelő geometriai fluoreszcens intenzitásukat. Az adatokat kétutas ANOVA teszttel elemeztük (p-értékek *** < 0,0005). Nem volt szignifikáns különbség az IL-22-termelő, IL-17-termelő, valamint az IL-22 és IL-17 multi-citokintermelő törzs-CD{{ 12}}DX5− cellák. (d) Reprezentatív pontdiagramok, amelyek az IL-17 és/vagy IL-22-t termelő pulmonalis CD{0}} lineage−CD127+DX5− sejtek átlagos számát mutatják. A szórást és az átlagot a grafikonoszlopok és a hibasávok képviselik.

3. Megbeszélés

Az itt leírt tanulmányok az ILC3-k és a DC-k közötti lehetséges kommunikációt próbálták megvizsgálni egy DC-vakcina összefüggésében. Mind az NCR+, mind az NCR− ILC3 szubpopulációk száma nőtt a drenáló nyirokcsomókban (1. ábra) a DC vakcinációt követően, ami a DC vakcina és az ILC3 szubpopulációk közötti helyi kommunikációra utalt. A DC-k és az NCR+ ILC3 közötti kommunikáció azonban hosszabb ideig hatott az NCR+ ILC3-ak összszámára, mint a DC-k és az NCR-ILLC3-ok között megfigyelt. Ez azt jelezte, hogy a DC-k egyedi kölcsönhatásba léphetnek az ILC3-mal, az NCR-ek expressziójától függően. Nem figyeltek meg változást az ILC3 szubpopulációk számában a lépekben a DC vakcinázást követő hét nappal (2. ábra), vagy tíz nappal a DC vakcinázást követően, és három nappal a B16F10 melanoma sejtekkel történő fertőzés után (4. ábra). Az ILC3-ak IL-17 és IL-22 termelésére vonatkozó vizsgálati módszereinknek korlátai vannak, mivel mind a transzlációs, mind a transzkripciós választ mutatják a sejtek in vitro újrastimulációja miatt. Mindazonáltal minden kísérlethez hozzáadtunk egy kísérleti kontrollt, amely az in vitro stimuláció nélküli kezelés lenne annak kimutatására, hogy mit produkálnak az ILC3-k válaszul az in vivo kapott jelre. Ahogy a 3d., 5d. és 7d. ábrán látható, azok a sejtek, amelyek nem kaptak in vitro stimulációt, IL-17-t és IL-22-t termeltek. Ezen túlmenően, bár a lép ILC3 sejtszáma nem változott (2. ábra), az ILC3 alpopulációk citokintermelése eltérő volt a DC vakcinázást követő hét nappal (3. ábra). Ez arra utalt, hogy a DC vakcináció befolyásolhatja az ILC3 válaszok működését anélkül, hogy számszerűen befolyásolná őket. A veleszületett immunrendszer alkotóelemeiként az ILC3-ok szövetekbe és szövetekből való kiáramlása néhány nap alatt megtörténhetett, így a DC vakcinázást követő hét-tíz nappal megakadályozta a kezelés által befolyásolt számszerű különbségek kimutatását. Ennek bizonyítékát a DC-oltóanyag-elvezető nyirokcsomóban figyelték meg, ahol az ILC3-ak száma három nap alatt nőtt, majd csökkenni kezdett (1. ábra). Így előfordulhattak számszerű változások a lépben az ILC3 szubpopulációkban, amelyek elmaradtak, mert a DC-immunizálást követő hetedik napon visszatértek a homeosztatikus számokhoz. Mindazonáltal a vizsgálatok a hosszabb ideig tartó válaszokra összpontosítottak, szemben a rövid távú átmeneti válaszokkal, ezért nem vizsgálták tovább ezt az utat. Érdekes módon, bár a lép ILC3 szubpopulációinak száma nem különbözött a kontrollcsoportokétól, citokinprofiljaik megváltoztak (3. ábra). Az IL-22 és IL-17 termelése megnövekedett a lép ILC3-aiban, ami azt mutatja, hogy a DC vakcináció szisztémás hatással volt az ILC3-ra. Összefoglalva, a DC vakcináció nem befolyásolta a lép ILC3-ak mennyiségét, de befolyásolta azok működését.

Bár a daganatmentes egerek lépében hét nappal a DC-immunizálást követően tartós hatást tapasztaltak az ILC{0}}eredetű citokintermelésre, ez a hatás a lépben az ILC3-ra nem volt kimutatható három nappal a B16F10 melanomasejtekkel való intravénás fertőzés után. 5. ábra). Úgy tűnt, hogy a DC vakcina beindítja az ILC3 populációkat a tumormentes modellben, amely elnyomta a tumor kihívását. Mivel az ILC-ket nagymértékben befolyásolja környezetük, ez arra utalhat, hogy a vakcinában lévő DC-k és az ILC3-ak közötti kommunikáció a tumormentes modellre korlátozódott. Fordítva, ez annak is köszönhető, hogy az előkészített ILC3-okat mobilizálták a test más helyeire, ahol a B16F10-ek összegyűlhettek, és olyan mikrokörnyezetet hoztak létre, amely leukocita-rekrutációt váltott ki.

Eltolódást figyeltek meg az ILC3 szubpopulációk a tüdőben tíz nappal a DC vakcinázás után és három nappal a B16F10 sejtfertőzés után, összehasonlítva a nem DC-vel vakcinázott kontroll egerekkel, amelyek csak B16F10 sejteket kaptak. Pontosabban, nőtt az NCR+ ILC3-ak száma és csökkent az NCR-ILC3-ok száma a tüdőben (6. ábra). A T-bet egy transzkripciós faktor, amely a Th1 válaszokhoz kapcsolódik [31]. Ezért a T-betet kifejező NCR+ ILC3-ok számának növekedése az 1-es típusú immunitás potenciális elősegítését jelezte. Ez előnyös ILC3 válasz lehet olyan rákos kontextusban, ahol általában 1-es típusú immunválaszra van szükség.

A cistanche előnyei a férfiak számára – erősítik az immunrendszert

Kimutatták, hogy az NCR+ ILC3-ak származhatnak az NCR−ILC3-ak egy részhalmazából [16]. Ezért az NCR+ ILC3 növekedése és az NCR− ILC3 csökkenése egy olyan stimulációnak tudható be, amely az NCR- ILC3-ban NCR+ ILC3-má vált. Ha az ILC3-ak fenotípusváltáson mennek keresztül NCR−ről NCR+-ra, előfordulhat, hogy nem tudtak citokineket termelni az átállás során vagy röviddel azután, és miközben alkalmazkodtak a környezethez és új fenotípusukhoz. Emiatt citokintermelésük leállhatott vagy késhetett a fenotípusváltás során, ami megmagyarázhatja, hogy miért nem változott az ILC{12}}közvetített IL-17 és/vagy IL-22 termelés a tüdőt (7. ábra). Az is lehetséges azonban, hogy a DC vakcináció egyszerűen nem befolyásolta az ILC3-ok citokintermelését a tüdőben ebben az időpontban.

4. Anyagok és módszerek

Etikai jóváhagyás

Az összes egérvizsgálatot a 3807-es számú állathasználati protokoll szerint végezték a Guelph Egyetem állatgondozóinak felügyelete mellett.

Egerek

Nőstény C57BL6 egereket a Charles River Laboratories-tól kaptunk 5-8 hetes korukban. Az egereket ellenőrzött környezetben helyezték el a Guelph Egyetem állatizolációs egységében, és a kísérletek megkezdése előtt egy hetet kaptak az akklimatizációra. Az egereket etettük és ad libitum vizet kaptunk.

Dendrites sejtkultúrák

A nőstény C57BL6 egerek combcsontjait és sípcsontjait begyűjtöttük, és a csontok végeit levágtuk. Fecskendő segítségével a sípcsont és a combcsont csontvelőjét PBS-sel kiöblítettük egy Petri-csészébe. A csontvelőt egysejtes szuszpenzióba szuszpendáltuk, és hemocitométerrel megszámoltuk. A sejteket ezután újraszuszpendáltuk tápközegben (RPMI [HyClone Cat# SH30027.01], amelyhez 2-merkaptoetanol [Gibco Ref# 21985-023], 1% penicillin/sztreptomicin [HyClone Cat# SV30010] és 10% volt. magzati szarvasmarha szérum [VWR Cat#97068-085]) 1,25 × 106 sejt/ml koncentrációban, kiegészítve 20 ng/ml granulocita-makrofág telep-stimuláló faktorral (GM-CSF) (Biolegend Cat#576308) és 25 cm2-es kultúrlombikba alikvotot osztunk, lombikonként 5 ml-t. A tenyészeteket 37 ◦C-os, 5% CO2-t tartalmazó, párásított inkubátorokba helyeztük, és 7 napig hagytuk növekedni. A tenyésztés második napján 5 ml friss, 20 ng/ml GM-CSF-et tartalmazó tápközeget adtunk hozzá. Az ötödik napon mindegyik tenyészetből 5 ml-t centrifugáltunk, és a felülúszót eltávolítottuk. A sejteket 5 ml friss, 20 ng/ml GM-CSF-et tartalmazó tápközegben újraszuszpendáltuk, és újra hozzáadtuk a tenyésztő lombikokhoz. A tenyészeteket a 7. napon begyűjtöttük, és vakcinázásra előkészítettük.

Dendritesejtes vakcinázási készítmény

A dendritesejtes (DC) tenyészeteket egy 50 ml-es kúpos csőbe vittük át, és hemocitométerrel megszámláltuk. A sejteket Escherichia coli O55:B5 (Sigma Cat#L2880) 100 ng/ml lipopoliszachariddal (LPS) és 1 µg/ml csirke ovalbuminnal (OVA)257–264 (SIIN) (PepScan Systems, Lelystad, Hollandia) stimuláltuk. 1 órán át inkubátorban 37 ◦C-on 5% CO2 mellett. A sejteket ezután háromszor mostuk PBS-sel, és újraszuszpendáltuk 5 x 105 sejt/30 µl koncentrációban. A vakcinákat 5 × 105 sejt/30 µl PBS dózisban adtuk be.

Szövetfeldolgozás

A nyirokcsomókat és a lépeket összegyűjtöttük, és Petri-csészékbe helyeztük 2 ml Hanks pufferelt sóoldattal (HBSS). Egysejtű szuszpenziókká préseltük őket egy 3 ml-es fecskendődugóval. Az egysejtű szuszpenziókat egy 50 ml-es kúpos csőbe szűrtük 70 µm pórusméretű sejtszűrő segítségével. A nyirokcsomókat hemocitométerrel megszámoltuk. A lépeket centrifugáltuk, a felülúszót eltávolítottuk, és a sejteket ACK lízispufferben (8,29 g NH4Cl [0,15 M], 1 g KHCO3 [10,0 mM], 37,2 mg Na2EDTA [0,1 mM]) szuszpendáltuk. 1 ml Milli Q vizet) és hagyjuk állni öt percig, hogy lizálják a vörösvértesteket. A sejteket kétszer mostuk HBSS-sel, mielőtt újraszuszpendáltuk őket tápközegben, és hemocitométerrel megszámláltuk.

A tüdőt összegyűjtöttük és lemértük, majd egy 1 mg/ml kollagenáz IV-et (Gibco Ref#17104-019) és 5 µg/ml DNáz I-et (Roche Ref#11284932001) tartalmazó, HBSS-ben tartalmazó, szelíd MACSTM csőbe helyeztük. A gentleMACSTM disszociátor segítségével a mintákat az A tüdőprotokoll szerint futtattuk, majd 20 percig inkubáltuk 37 ◦C-os inkubátorban, 5% CO2 mellett. A mintákat ezután a B tüdőprotokoll szerint futtattuk a gentleMACSTM disszociátoron. A minta térfogatának kétszeresét adtuk a mintákhoz az enzimreakció semlegesítésére. A mintákat egy 50 ml-es kúpos csőbe szűrtük egy 70 µm-es pórusméretű sejtszűrőn keresztül. A sejteket ezután kétszer mostuk HBSS-sel, és újraszuszpendáltuk ACK lízispufferben. Öt percnyi ACK lízispufferben való tartózkodás után a sejteket kétszer mostuk HBSS-sel, és újraszuszpendáltuk tápközegben.

Citokinválasz vizsgálat

A szövetmintákból származó egysejtes szuszpenziókat 96-lyuklemezekre oltottuk két párhuzamosban, ahol az egyik lyuk stimuláció nélküli kontrollként, a másik pedig stimuláns kezelésben részesült. A nem stimulált lyukak csak tápközeget kaptak, a stimulánssal kezelt lyukak pedig 10 ng/ml forbol-mirisztát-acetátot (PMA) és 1500 ng/ml ionomicint kaptak a tápközegben. A sejteket 37 ◦C-os inkubátorba helyeztük 5% CO2-t tartalmazó 1 órára. Ezután Brefeldin A-t (GolgiPlug, Biolegend Cat#420601) (100-szoros hígítás) adtunk az összes mintaüreghez, és a lemezt visszahelyeztük az inkubátorba további négy órára. A sejteket ezután kétszer mostuk PBS-sel, és áramlási citometriás elemzés céljából megfestettük.

B16F10 melanoma sejtek

A B16F10 sejteket folyékony nitrogénből felengedtük, és hemocitométerrel megszámláltuk. A sejteket ezután újraszuszpendáltuk tápközegben (Dulbecco magas glükóztartalmú módosított Eagles táptalaj [HyClone Cat#SH3002201] 1% penicillin/sztreptomicin [HyClone Cat# SV30010] és 10% szarvasmarha borjúszérum [VWR Cat#]10158-358 Cat#) 1 × 105 sejt/ml koncentrációban. A B16F10 sejteket azután tenyésztő lombikokba osztottuk, és 37 °C-os inkubátorba helyeztük, 5% CO2-val. A B16F10 sejtek beadásra való előkészítése érdekében a sejteket a tenyésztő lombikból egy 50 ml-es kúpos csőbe vittük, PBS-sel mostuk, majd PBS-ben újraszuszpendáltuk. A sejteket hemocitométerrel megszámláltuk, és újraszuszpendáltuk PBS-ben, így 200 µl-enként 3 × 105 sejtet kaptunk.

Intracelluláris citokin antitest festés

A sejteket {{0}}lyukú lemezekre oltottuk, és Fc blokkban (anti-CD16/CD32, BioLegend Cat#101320) újraszuszpendáltuk, és 4 ◦C-on 15 percig inkubáltuk. A sejteket kétszer mostuk 0,5% szarvasmarha szérumalbumint (FACS puffer) tartalmazó foszfáttal pufferolt sóoldattal, majd újra szuszpendáltuk a sejtfelszínt festő antitestek (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46, BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat#108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) és 4 fokon 20 percig inkubáltuk. A sejteket kétszer mostuk foszfáttal pufferolt sóoldattal, majd Zombie Aqua Fixable életképességi festékben (FVD) (BioLegend Cat#423101) újraszuszpendáltuk, és 4 ◦C-on 30 percig inkubáltuk. Foszfáttal pufferolt sóoldatot használtunk a sejtek kétszeri mosására, mielőtt újraszuszpendáltuk fixáló pufferben (BioLegend Cat#420801). A sejteket 4 °C-on 20 percig inkubáltuk. A fixálás után a sejteket kétszer mostuk permeabilizáló pufferrel (BioLegend Cat#421002). A sejteket intracellulárisan festő antitestek (IL-22, BioLegend Cat#516404; IL-17A, eBioscience Cat# 17-7177-81) fő keverékében szuszpendáltuk, és 4 ◦C-on inkubáltuk. 20 perc. A sejteket kétszer mostuk permeabilizáló pufferrel, majd FACs pufferben újraszuszpendáltuk, majd BD FACSCantoTM II áramlási citométerrel feldolgoztuk és BD FACSDivaTM szoftverrel analizáltuk.

A cistanche előnyei a férfiak számára – erősítik az immunrendszert

Transzkripciós faktor antitestfestés

A sejteket {{0}}lyukú lemezekre oltottuk, és újraszuszpendáltuk egy FC blokkban (anti-CD16/CD32 BioLegend Cat# 101320), és 4 ◦C-on 15 percig inkubáltuk. A sejteket kétszer mostuk FAC-pufferrel (0,5% szarvasmarha szérumalbuminban [HyClone Cat# SH30574.02] PBS-ben), majd újraszuszpendáltuk a sejtfelszínt festő antitestek mesterkeverékében (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46). , BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat# 108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311), és 4 ◦C-on 20 percig inkubáltuk. A sejteket ezután foszfáttal pufferolt sóoldattal mostuk, kétszer újraszuszpendáltuk FVD-ben (BioLegend Cat#423101), és 4 °C-on 20 percig inkubáltuk. A sejteket kétszer mostuk foszfáttal pufferolt sóoldattal, majd egér FoxP3 fixációs pufferben (BD Pharmingen BD Sciences Cat#51-9006124) újraszuszpendáltuk, és 4 ◦C-on 30 percig inkubáltuk. Rögzítés után a sejteket egér FoxP3 permeabilizációs pufferrel (BD Pharmingen BD Sciences Cat# 51-9006125) mostuk, FoxP3 permeabilizációs pufferben újraszuszpendáltuk, és 37 ◦C-on 30 percig inkubáltuk. A sejteket transzkripciós faktor antitestekben (ROR gamma(t), eBioscience Cat#17-6988-82; T-bet, eBioscience Cat# 12-5825-82) újraszuszpendáltuk, és 4 ◦C-on 20 percig inkubáltuk. A sejteket kétszer mostuk permeabilizáló pufferrel, majd FACs pufferben újraszuszpendáltuk, és BD FACSCantoTM II áramlási citométerrel és BD FACSDivaTM szoftverrel elemeztük.

Statisztikai analízis

Az NCR+ és NCR− ILC3 lép- és tüdőpopulációit páratlan t-teszttel elemeztük. A kinetikai kísérlet populációanalízisét a szokásos egytényezős varianciaanalízissel (ANOVA) és a Tukey-féle többszörös összehasonlító teszttel hasonlítottuk össze. A lépben és a tüdőben végzett citokinanalízist kétutas ANOVA és Šídák többszörös összehasonlító tesztje segítségével vizsgáltuk. A kezelt csoportok átlagait szignifikánsan eltérőnek határoztuk meg, p-értéke < 0,05.

Kapuzási stratégia

Először az előre szóródó terület (FSC-A) és az oldalsó szórási terület (SSC-A) felhasználásával a limfocitákat bekapuzottuk. Ezután a dublett sejteket FSC-A és FSC-height (FSC-H) alkalmazásával kizártuk. Az élő sejteket az FVD-re negatív sejtek felvételével kapuztuk. Ezután CD127+- és származási koktélsejteket vettünk az ILC-k szűkítésére. A CD45+ sejteket ezután bekaptuk. Annak biztosítására, hogy az összes NK-sejtet kizárjuk, a DX5− kaput bekapcsoltuk. Az ILC3-ak transzkripciós faktorának azonosításához az ROR t + sejteket bekaptuk, és ezekből a sejtekből az NCR+ ILC3-ak T-bet+ és NKp46+, az NCR-ILLC3 pedig T-bet- és NKp46 voltak. A citokinek azonosításához a limfocitákon végzett kapuzást követően az egyes sejteket, az élő sejteket és a CD127+ lineage-CD45+, IL-17 és IL-22 kaput adtuk meg Az ILC3-ak termelik, mivel az ILC3-ak lennének az egyetlen olyan cella ebben a végső kapuban, amely képes lenne IL-22 és IL-17 termelésére.

A cistanche előnyei a férfiak számára – erősítik az immunrendszert

5. Következtetések

Bár a tumormentes modellben megfigyelt megnövekedett ILC{0}}eredetű IL-17 és IL-22 termelés a lépben a tumormentes modellben elveszett a tumor kihívás modellben, ellentétes eltolódás volt megfigyelhető az NCR+ és NCR− ILC3 populációk a tüdőben. Ez azt sugallja, hogy a DC vakcináció befolyásolhatta az ILC3-kat a tumor kihívás modelljében, valamint a tumormentes egerekben. A vakcinában lévő DC-k és az ILC3-ak közötti kapcsolatnak a daganatellenes válaszokra gyakorolt ​​hatása azonban továbbra is ismeretlen, és a jövőbeni kutatási irány. Így az itt leírt vizsgálatok azt mutatják, hogy kommunikáció zajlik a DC-alapú vakcinák és az ILC3 alpopulációk között, mind a tumormentes, mind a tumort hordozó egerekben. Ezek a kommunikációk és az immunválaszokra gyakorolt ​​későbbi hatásaik összetettnek tűnnek. Ezek a megfigyelések hozzájárulnak ahhoz az irodalomhoz, amely a DC vakcinák és az ILC3 közötti kapcsolat megfejtésére törekszik, hogy javítsa a DC vakcinázási stratégiákat. További tanulmányokat javasolunk olyan vakcinázási stratégiák kidolgozásának lehetőségére, amelyek modulálhatják ezeket a kommunikációt az ILC3 válaszok optimalizálása érdekében, hogy elősegítsék a daganatellenes válaszokat és korlátozzák a pro-tumor válaszok támogatását.

Hivatkozások

1. Crinier, A.; Vivier, E.; Bléry, M. Helper-szerű veleszületett limfoid sejtek és rák immunterápia. Semin. Immunol. 2019, 41, 101274. [CrossRef] [PubMed]

2. Salimi, M.; Wang, R.; Yao, X.; Li, X.; Wang, X.; Hu, Y.; Chang, X.; Fan, P.; Dong, T.; Ogg, G. Az aktivált veleszületett limfoid sejtpopulációk felhalmozódnak az emberi daganatszövetekben. BMC Cancer 2018, 18, 341. [CrossRef] [PubMed]

3. Spits, H.; Bernink, JH; Lanier, L. NK-sejtek és 1-es típusú veleszületett limfoid sejtek: Partnerek a gazdaszervezet védelmében. Nat. Immunol. 2016, 17, 758–764. [CrossRef] [PubMed]

4. Bruchard, M.; Ghiringhelli, F. A veleszületett limfoid sejtek szerepének megfejtése a rákban. Elülső. Immunol. 2019, 10, 656. [CrossRef]

5. Mazzurana, L.; Rao, A.; Van Acker, A.; Mjösberg, J. A veleszületett limfoid sejtek szerepe az emberi immunrendszerben. Semin. Immunopathol. 2018, 40, 407–419. [CrossRef]

6. Solano-Gálvez, SG; Tovar-Torres, SM; Tron-Gómez, MS; Weiser-Smeke, AE; Álvarez-Hernández, DA; Franyuti-Kelly, GA; Tapia-Moreno, M.; Ibarra, A.; Gutiérrez-Kobeh, L.; Vázquez-López, R. Human Dendritic Cells: Ontogeny and Their Subsets in Health and Disease. Med. Sci. 2018, 6, 88. [CrossRef]

7. Steinman, RM; Hemmi, H. Dendritikus sejtek: A veleszületett immunitás átírása adaptív immunitássá. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2006, 311, 17–58. [CrossRef]

8. Fu, C.; Ma, T.; Zhou, L.; Mi, QS; Jiang, A. Dendritikus sejt alapú vakcinák a rák ellen: kihívások, előrelépések és jövőbeli lehetőségek. Immunol. Investig. 2022, 51, 2133–2158. [CrossRef]

9. Karimi, K.; Boudreau, JE; Fraser, K.; Liu, H.; Delanghe, J.; Gauldie, J.; Xing, Z.; Bramson, JL; Wan, Y. A dendritesejtes vakcinák által kiváltott fokozott tumorellenes immunitás a CTL- és IFN-termelő NK-sejtek megkötésére való képességük eredménye. Mol. Ott. 2008, 16, 411–418. [CrossRef]

10. Bouwer, AL; Saunderson, SC; Caldwell, FJ; Damani, TT; Pelham, SJ; Dunn, AC; Jack, RW; Stoitzner, P.; McLellan, AD NK-sejtekre van szükség a dendritesejt-alapú immunterápiához a tumor kihívása idején. J. Immunol. 2014, 192, 2514–2521. [CrossRef]

11. Pampena, MB; Levy, EM Természetes ölősejtek, mint segítő sejtek dendritesejtes rák elleni vakcinákban. Elülső. Immunol. 2015, 6, 13. [CrossRef] [PubMed]

12. Gardner, A.; de Mingo Pulido, Á.; Ruffell, B. Dendritikus sejtek és szerepük az immunterápiában. Elülső. Immunol. 2020, 11, 924. [CrossRef] [PubMed]

13. Cortez, VS; Robinette, ML; Colonna, M. Veleszületett limfoid sejtek: Új betekintés a működésbe és a fejlődésbe. Curr. Opin. Immunol. 2015, 32, 71–77. [CrossRef] [PubMed]

14. Montaldo, E.; Juelke, K.; Romagnani, C. 3. csoportba tartozó veleszületett limfoid sejtek (ILC3): Eredet, differenciálódás és plaszticitás emberekben és egerekben. Eur. J. Immunol. 2015, 45, 2171–2182. [CrossRef]

15. Vacca, P.; Chiossone, L.; Mingari, MC; Moretta, L. Az NK-sejtek és más veleszületett limfoid sejtek heterogenitása humán és egér Deciduában. Elülső. Immunol. 2019, 10, 170. [CrossRef] [PubMed]

16. Rankin, LC; Girard-Madoux, MJ; Seillet, C.; Mielke, LA; Kerdiles, Y.; Fenis, A.; Wieduwild, E.; Putoczki, T.; Mondot, S.; Lantz, O.; et al. Az IL-22-termelő veleszületett limfoid sejtek komplementaritása és redundanciája. Nat. Immunol. 2016, 17, 179–186. [CrossRef] [PubMed]

17. Hoorweg, K.; Peters, CP; Cornelissen, F.; Aparicio-Domingo, P.; Papazian, N.; Kazemier, G.; Mjösberg, JM; Spits, H.; Cupedo, T. Funkcionális különbségek a humán NKp44(-) és NKp44(+) RORC(+) veleszületett limfoid sejtek között. Elülső. Immunol. 2012, 3, 72. [CrossRef]

18. Carrega, P.; Loiacono, F.; Di Carlo, E.; Scaramuccia, A.; Mora, M.; Conte, R.; Benelli, R.; Spaggiari, GM; Cantoni, C.; Campana, S.; et al. Az NCR(+)ILC3 az emberi tüdőrákra koncentrál, és intratumorális limfoid struktúrákhoz kapcsolódik. Nat. Commun. 2015, 6, 8280. [CrossRef]

19. Spits, H.; Artis, D.; Colonna, M.; Diefenbach, A.; Di Santo, JP; Eberl, G.; Koyasu, S.; Locksley, RM; McKenzie, AN; Mebius, RE; et al. Veleszületett limfoid sejtek – javaslat az egységes nómenklatúrára. Nat. Rev. Immunol. 2013, 13, 145–149. [CrossRef]

20. Fiancette, R.; Finlay, CM; Willis, C.; Bevington, SL; Soley, J.; Ng, STH; Baker, SM; Andrews, S.; Hepworth, MR; Mar, DR A reciprok transzkripciós faktor hálózatok szabályozzák a szövetben rezidens ILC3 részhalmaz funkcióját és azonosságát. Nat. Immunol. 2021, 22, 1245–1255. [CrossRef]

21. van Beek, JJP; Martens, AWJ; Bakdash, G.; de Vries, IJM Veleszületett limfoid sejtek a tumorimmunitásban. Biomedicines 2016, 4, 7. [CrossRef] [PubMed]

22. Mattner, J.; Wirtz, S. Barát vagy ellenség? A veleszületett limfoid sejtek kétértelmű szerepe a rák kialakulásában. Trends Immunol. 2017, 38, 29–38. [CrossRef]

23. Kirchberger, S.; Royston, DJ; Boulard, O.; Thornton, E.; Franchini, F.; Szabady, RL; Harrison, O.; Powrie, F. A veleszületett limfoid sejtek az interleukin-22 egérmodellben történő termelésével tartják fenn a vastagbélrákot. J. Exp. Med. 2013, 210, 917–931. [CrossRef] [PubMed]

24. Irshad, S.; Flores-Borja, F.; Lawler, K.; Monypenny, J.; Evans, R.; Férfi, V.; Gordon, P.; Cheung, A.; Gazinska, P.; Noor, F.; et al. A RORgammat(+) veleszületett limfoid sejtek elősegítik az emlőrákok nyirokcsomó-metasztázisát. Cancer Res. 2017, 77, 1083–1096. [CrossRef] [PubMed]

25. Goc, J.; Lv, M.; Bessman, NJ; Flamar, AL; Sahota, S.; Suzuki, H.; Teng, F.; Putzel, GG; Eberl, G.; Marja, DR; et al. Az ILC3 diszregulációja felszabadítja a progressziót és az immunterápiás rezisztenciát a vastagbélrákban. Cell 2021, 184, 5015–5030.e16. [CrossRef]

26. Liu, Y.; Song, Y.; Lin, D.; Lei, L.; Mei, Y.; Jin, Z.; Gong, H.; Zhu, Y.; Hu, B.; Zhang, Y.; et al. Az NCR(-) 3. csoport veleszületett limfoid sejtjei, az IL-23/IL-17 tengely a hepatocelluláris karcinóma fejlődésének elősegítésére. EBioMedicine 2019, 41, 333–344. [CrossRef] [PubMed]

27. Bruchard, M.; Geindreau, M.; Perrichet, A.; Truntzer, C.; Ballot, E.; Boidot, R.; Racoeur, C.; Barsac, E.; Chalmin, F.; Hibos, C.; et al. A 3-as típusú veleszületett limfoid sejtek toborzása és aktiválása elősegíti a daganatellenes immunválaszt. Nat. Immunol. 2022, 23, 262–274. [CrossRef]

28. Rethacker, L.; Fiú, M.; Bisio, V.; Roussin, F.; Denizeau, J.; Vincent-Salomon, A.; Borcoman, E.; Sedlik, C.; Piaggio, E.; Toubert, A.; et al. Veleszületett limfoid sejtek: Az NK és a citotoxikus ILC3 alcsoportok beszűrődnek a metasztatikus emlőrák nyirokcsomóiba. Oncoimmunology 2022, 11, 2057396. [CrossRef]

29. Cesta, MF A lép normál szerkezete, működése és szövettana. Toxicol. Pathol. 2006, 34, 455–465. [CrossRef]

30. Ishiguro, T.; Nakajima, M.; Naito, M.; Muto, T.; Tsuruo, T. Különböző metasztatikus potenciállal rendelkező B16 egér melanoma alvonalakban eltérően expresszált gének azonosítása. Cancer Res. 1996, 56, 875–879.

31. Szabó, SJ; Kim, ST; Costa, GL; Zhang, X.; Fathman, CG; Glimcher, LH Egy új transzkripciós faktor, a T-bet irányítja a Th1-vonalbeli elkötelezettséget. Cell 2000, 100, 655–669. [CrossRef] [PubMed]