Absztrakt:Az egyiptomi mandarin narancs (Citrus reticulata Blanco, F. Rutaceae) magjainak fitokémiai vizsgálata tizenhárom ismert vegyületet eredményezett, az 1–13. Az izolált vegyületek szerkezetét 1D és 2D NMR és HRESIMS analízisek segítségével határoztuk meg. Ezen vegyületek farmakológiai hatásának jellemzésére számos integrált virtuális szűrésen alapuló és molekuláris dinamikai szimuláción alapuló kísérletet alkalmaztunk. Ennek eredményeként a 2., 3. és 5. vegyületet feltételezhetően hialuronidáz, xantin-oxidáz és tirozináz inhibitorokként azonosították. Az ezt követő in vitro teszteket az in silico alapú kísérletek validálására végezték, hogy rávilágítsanak ezekben a flavonoidokban rejlő potenciálisan ígéretes hialuronidáz-, xantin-oxidáz- és tirozináz-inhibitorokra, amelyek IC50 értékei 6,39 ± 0,36 és 73,7 ± 2,33 között mozogtak. . A jelen tanulmány rávilágított az egyiptomi mandarin narancs salakanyagában (vagyis a magjaiban) rejlő lehetőségekre a bőr egészségét javító természetes hatóanyagként. Emellett feltárta az integrált inverz dokkoló alapú virtuális szűrés és az MDS-alapú kísérletek alkalmazhatóságát a természetes termékek biológiai potenciáljának hatékony előrejelzésében.

A cisztanche glikozidja növelheti az SOD aktivitását a szív- és májszövetekben, és jelentősen csökkentheti az egyes szövetek lipofuscin- és MDA-tartalmát, hatékonyan megkötve a különböző reaktív oxigéngyököket (OH-, H2O₂ stb.) és megvédheti a DNS-károsodást. OH-gyökök által. A Cistanche feniletanoid glikozidok erős szabad gyökfogó képességgel rendelkeznek, nagyobb redukáló képességgel rendelkeznek, mint a C-vitamin, javítják a SOD aktivitását a spermiumszuszpenzióban, csökkentik az MDA-tartalmat, és bizonyos védő hatást fejtenek ki a spermium membrán működésére. A cistanche poliszacharidok fokozhatják a SOD és a GSH-Px aktivitását a D-galaktóz által okozott kísérletileg öregedő egerek eritrocitáiban és tüdőszöveteiben, valamint csökkenthetik a tüdő és a plazma MDA- és kollagéntartalmát, valamint növelhetik az elasztintartalmat. jó eltávolító hatás a DPPH-ra, meghosszabbítja a hipoxia idejét öregedő egerekben, javítja a SOD aktivitását a szérumban, és késlelteti a tüdő fiziológiás degenerációját kísérletileg öregedő egerekben A sejtmorfológiai degenerációval a kísérletek kimutatták, hogy a Cistanche jó antioxidáns képességgel rendelkezik és potenciálisan gyógyszer lehet a bőröregedési betegségek megelőzésére és kezelésére. Ugyanakkor a Cistanche-ban található echinakozid jelentős mértékben képes megkötni a DPPH szabad gyököket, és képes megkötni a reaktív oxigénfajtákat és megakadályozza a szabad gyökök által kiváltott kollagén lebomlását, valamint jó helyreállító hatással van a timin szabad gyökök anionjainak károsodására.

Kattintson a Cistanche tabletta előnyei elemre

【További információ: david.deng@wecistanche.com / WhatApp:86 13632399501】

1. Bemutatkozás

A mandarin, a C. reticulata a legfigyelemreméltóbb citrusfélék friss hasznosítására [1]. Gyakran „mandarinként” mutatják be; azonban a „mandarin” a népszerűbb név. A természetben számos mandarin faj hibridje és fajtája elterjedt [1]. A leghíresebb, kifinomultabb fajok a C. unshiu Marcovitch, a C. nobilis Loureiro, a C. deliciosa Tenore és a C. reticulata Blanco [1,2]. A mandarin sok országban a legfontosabb citrusfélék közé tartozik. Bár a növényeket főként desszertként használják, az illóolajaik miatt jelentős kereskedelmi jelentőséggel bírnak [3]. A citrusos ízeket italokban, édességekben, süteményekben és desszertekben alkalmazzák [4]. A C. reticulata héját likőr ízesítésére is használják [4].

Az inverz dokkolás egyfajta virtuális szűrési módszer, amely manipulálható az adott vegyületszerkezet potenciális molekuláris célpontjainak előrejelzésére. Korábban ezt a hatékony virtuális szűrési módszert alkalmaztuk számos izolált természetes termék legjobb fehérjecélpontjának meghatározására [5]. Az előzetes szűrési lépésből származó dokkolási pontszámok azonban csak némi információt adnak a fehérjecélpontok és a lekérdezett vegyület szerkezete közötti szerkezeti komplementaritásról [6]. Ennek megfelelően a molekuláris dinamikai szimulációs (MDS) kísérletek, beleértve az abszolút kötési szabad energiát (∆Gbinding), szigorúbb és megbízhatóbb eredményeket adnak, amelyek kiválaszthatók in vitro tesztelésre. Itt a C. reticulata magvakat lépésenkénti kromatográfiás izolálásnak vetettük alá, hogy képet kapjunk a hulladéktermék fő fitokemikáliájáról. Ezt követően megvizsgáltuk, hogy ezeknek a fitokemikáliáknak vannak-e bizonyos farmakológiai hatásai, lépésenkénti in silico alapú elemzésnek vetettük alá őket, amelyet egy átfogó inverz dokkolás indított el, és számos MDS kísérlettel zárult. A C. reticulata magvakból származó bioaktív fitokemikáliákban rejlő lehetőségek rávilágítanak az ehető gyümölcsök salakanyagainak nagy kapacitására, mint az egészségvédő szerek hatalmas tárházára.

2. Anyagok és módszerek

2.1. Növényi anyag

A C. reticulata gyümölcsöket 2021 januárjában gyűjtötték be az egyiptomi Beni-Suef helyi régiójából, és egy vezető botanikus, Prof. Dr. Abd El-Halim A. Mohammed Flóra- és Fitotaxonómiai Kutatási Tanszék hitelesítette; Kertészeti Kutatóintézet; Dokki; Kairó; Egyiptom). A gyümölcsök egy példányát 2021-BuPD 80 számú utalvány alatt tartották a Farmakognóziai Osztályon; Gyógyszerészeti Iskola; Beni-Suef Egyetem; Egyiptom).

2.2. Vegyszerek és reagensek

Az etil-acetátot (EtOAc), a metanolt (MeOH), az n-hexánt (n-Hex), az etanolt (EtOH), a diklór-metánt (DCM) és az n-butanolt (n-BuOH) az El-Nasr Company-tól, Egyiptomtól szereztük be. Sigma Aldrich, Saint Louis, MO, USA, deuterált oldószereket biztosított az NMR analízishez, valamint nagy tisztaságú oldószereket a HPLC, spektroszkópiai és kromatográfiás elemzésekhez (pl. metanol-d4 (CD3OD), dimetil-szulfoxid-d6 (DMSO), kloroform -d (CDCl3), metanol a HPLC-hez, HPLC minőségű víz és HPLC minőségű acetonitril). A kromatográfiás izoláláshoz Sephadex LH20 (0,25–0,1 mm, GE Healthcare, Sigma-Aldrich; CA, USA) és szilikagél (E-Merck, Sigma-Aldrich, CA, USA) használva voltak. A vákuum-folyadékkromatográfiához szilikagélt használtunk vékonyréteg-kromatográfiához (Pharmaceuticals and Chemicals; El-Nasr Company; Kairó, Egyiptom) (VLC). A vékonyréteg-kromatográfiás vizsgálatokhoz előre bevont szilikagélt (E-Merck, Darmstadt, Németország) használtunk. A képződött foltokat 110 ◦C-on történő hevítés után para ánizaldehiddel azonosítottuk [7]. A biológiai vizsgálatokhoz szükséges összes anyag a Sigma Chemical Company-tól (SCC; CA, USA) származott.

2.3. Spektrális elemzések

Az NMR-jeleket 400 °C-on kaptuk az 1H-NMR-hez és 100 MHz-en a 13C-NMR-hez. Referencia szignálként a CDCl3-d, CD3OD-d4 és DMSO-d6 oldószercsúcsokat alkalmaztuk. Az NMR-jelet Bruker Advance-III 400 MHz NMR-készülékkel vettük (Bruker AG-Billerica, California, MA, USA).

A nagy felbontású tömegadatokat egy Acquity-Ultra-Performance-Liquid Chromatography-machine-vel gyűjtöttük, amely egy Quadrupol-Time-of-Flight-Hybrid-Mass-Spectrometer-hez volt kapcsolva (Waters, Milford, MA, USA). Agilent/1260-Infinity-preparative-HPLC-t használtunk a HPLC-kromatográfiás elválasztáshoz.

2.4. C. reticulata magkivonat készítése

A C. reticulata magvakat (1 kilogramm) frissen vásároltuk, majd árnyékban levegőn szárítottuk. Ezt követően a magokat őrlőgéppel lereszelték (Henan, Kína). A porított terméket ezután alaposan extraháltuk 7 0 százalékos EtOH-val (1 l × 5). A kapott folyékony kivonatot Rotary Evaporator (Buchi-Rotavapor-R-300, ColeParmer, Vernon Hills, IL, USA) segítségével vákuumban, 45 ◦C-on betöményítettük, így 100 g nyers száraz extraktumot, amelyet ezután növekvő polaritású oldószerek sorozatával megosztunk: n-Hex-DCMEtOAc-n-BuOH. Az elválasztott szerves fázis csökkentett nyomáson történő bepárlásával az I (24 g), a II (5,0 g), a III (3,0 g) és a IV (6,0 g) frakciót kapjuk. Az összes kivonatot és frakciót 4 °C-on tároltuk a későbbi fitokémiai és biokémiai elemzéshez.

2.5. A C. reticulata magvak főbb természetes termékeinek izolálása 

TLC-szilikagél oszlopot használtunk az I. frakció (20 g) normál VLC-nek való kitételére. EtOAc és n-Hex egymást követő elúciót (0–100 százalék, 5 százalékos növekedés) alkalmaztunk. Három alfrakciót (I1–I3) kaptunk úgy, hogy azonos frakciókat gyűjtöttünk össze és csökkentett nyomáson bepároltuk. Egy másik szilikagél oszlopon az 11 szubfrakciót (1,0 g) alaposan frakcionáltuk. A kromatográfiás elúciót n-Hex- EtOAc gradiens elegyekkel végeztük (0-10%, 1% emelkedő, egyenként 100 ml), így kaptuk a 13. vegyületet (10 mg).

Az I2 alfrakciót (50 mg) tovább kromatografáltuk szilikagélen-60 (100 × 1 cm, 20 g). A kromatográfiás eljárást DCM:MeOH, izokratikus elegy (0,5%, 500 ml) alkalmazásával végeztük, így a 8 (20 mg) és a 9 (15 mg) vegyületet kaptuk. Az I3 alfrakciót némileg frakcionáltuk szilikagélen 60 (100 x 1 cm, 20 g). Az eluálást DCM:MeOH izokratikus elegyével (0,5%, 500 ml) végeztük, így 20 mg (10) képletű vegyületet kaptunk.

TLC szilikagél oszlopot használtunk a II. frakció (2,5 g) feltárására. DCM: EtOAc-ot (0–100 százalék, 5 százalékkal emelkedik) használtunk a minták eluálására. A keletkezett szennyvizet 250 ml-es részletekben fogadtuk be. Azonos frakciókat kaptunk, és csökkentett nyomáson két alfrakcióra (II1–II2) redukáltuk. Egy másik szilikagél oszlopon az 11 szubfrakciót (1,0 g) alaposan frakcionáltuk. Az 5. vegyületet DCM:EtOAc (0-10%, 1% emelkedő, egyenként 100 ml) (10 mg) alkalmazásával eluáltuk.

Az I2 alfrakciót (5{7}} mg) tovább kromatografáltuk szilikagél 60-on (100 x 1 cm, 20 g). A kromatográfiás elúciót DCM és MeOH alkalmazásával végeztük (izokratikus elúció; 0,5%, 500 ml), így a 11. (20 mg) és a 12. vegyületet (15 mg) kaptuk.

Normál VLC-n a IV. frakciót (6.{1}} g) szilikagéllel választottuk el. DCM: EtOAc-ot (0–100 százalék, 5 százalék emelkedő, egyenként 250 ml) használtunk a minták eluálására. A kromatográfiás effluenseket 250 ml-es lépésekben fogadtuk be.

Az azonos frakciókat csoportosítottuk és csökkentett nyomáson redukáltuk, így öt alfrakciót kaptunk (IV1–V5); A IV1, IV2, IV3 és IV4 alfrakciókat csak kismértékben kromatografáltuk Sephadex-LH20 oszlopon, eluálva MeOH-val, így a 4 (30 mg), 6 (50 mg), 7 (70 mg) és 1 (15 mg, rendre, míg a IV5 alfrakció szignifikánsan tiszta volt (10 mg).

2.6. In Silico Study

2.6.1. Inverz dokkolás

Az elválasztott flavonoidok valószínű molekuláris célpontjait úgy határoztuk meg, hogy szerkezetüket virtuális szűrésnek vetettük alá, az inverz dokkolás függvényében a Protein-Data-Bank szinte valamennyi fehérjével szemben; EKT.

Ehhez a lépéshez az IdTarget online alapú platformot használták. Ez a virtuális szerkezetű csekély szűrési program egy sajátos inverz dokkolási módszert alkalmaz, nevezetesen a DivideConquer-Docking-ot, amely korlátozottan átfedő hálózatokat hoz létre, korlátozva ezzel a fehérje feltárását. Ennek eredményeként rövid időn belül nagyszámú dokkolást tud végrehajtani [8]. Az így kapott pontszámokat a legrosszabbtól a legjobbig terjedő értékelések listájaként írták le. Az egyes szerkezetek optimális fehérjecélpontjainak azonosításához –10 kcal/mol affinitási pontszámot használtunk küszöbértékként (1. táblázat).

A molekuláris dinamikai szimulációs (MDS) kísérleteket Alhadrami és munkatársai korábban leírtak szerint végezték. 2021 [6]. Az MDS kísérletek végrehajtásához a Maestro szoftver MDS gépét (azaz Desmond v. 2.2; Hamburg, Németország) alkalmaztuk [9–11]. Az OPLS-Force-Field-et a szimulációs futtatásokhoz használták.

A fehérjeszerkezetek előkészítését System-Builder algoritmussal végeztük, amelyben a TIP3P vízmodell segítségével, Na plus és Cl− ionok, {{ 16}},15 M mindegyikre. Ezután az optimalizált modellezett struktúrákat 10 ns-ig előzetes egyensúlyozásnak vetettük alá. A ligandum struktúrákat automatikusan paramétereztük a szerkezet-előkészítési lépés során az OPLSForce-Field szerint. Az olyan fémtartalmú fehérjéket, mint az MMP-k, amelyek hisztidin-Zn plusz 2 komplexet tartalmaznak a hatékony helyen, paraméterezni kell a fehérjeképzési lépés során. A továbbiakban egy hetero állapotot kell felállítani az olyan heteroatomokhoz, mint a Zn (Hetero állapotok létrehozása). Ez a funkció a maestro Protein Formation varázslójának része. Ez a lépés elősegíti a megfelelő hetero- vagy koordináta kovalens állapot kialakulását a heteroatom számára (azaz Zn plusz 2) egy hálózatban a fehérjével, így az erőterek, például az OPLS gyorsan megfigyelhetik a cinkatomot. A Nano-scale Molecular Dynamics szoftverrel (NAMD 3.0) [12] végzett reprodukciókhoz a modellezett struktúrák topológiáit és paramétereit a Ligand Reader and Modeler online platform határozta meg. Harmonikus Tcl erőket alkalmaztunk a Zn plusz 2 helyben tartására.

A kötési szabad energia (∆Gbinding) számítását Alhadrami és mtsai. 2021 [6]. A ∆csiszolást a szabad energia perturbáció (FEP) eljárással [12] végeztük, amelyet Kim és munkatársai publikációjában részleteznek. Dióhéjban ez a technika kiszámítja a szükséges elérhető ∆Gbinding energiát a ∆Gbinding=∆GComplex − ∆GLigand egyenlet segítségével. Az egyes ∆köszörülések értékét a NAMD program segítségével külön kísérletekben számítjuk ki.

Minden bemeneti fájl elkészíthető a CharmmGUI webhelyen keresztül. A fájlokat ezután a tervezett ∆Gbinding számítások elkészítésére használták fel a NAMD FEP protokolljának felhasználásával. Az egyensúlyt később az NPT-ben (300 K, 1 atm, Langevin-Piston-Pressure "Complex"-"Ligand") állították be a TIP3P vízmodell létezésében. Később minden szerkezetre 10 ns-os FEP szimulációkat készítettek, és a rendelkezésre álló energiamennyiségek utolsó 5 ns-ét kiszámítottuk a kész szabadenergia-arányokra [12]. Végül a kötési helyzeteket a VMD program alkalmazásával várták és értékelték [13].

2.7. A hialuronidáz aktivitás in vitro vizsgálata

A hialuronidáz gátló aktivitást a Chaiyana és munkatársai által korábban megállapított eljárás szerint alakították ki. 2019 [14]. A hialuronidáz aktivitásra gyakorolt ​​gátló hatást a következő egyenlettel becsültük meg: hialuronidáz gátlás ( százalék )=(1 − A/B) × 100, ahol A és B a kezelés utáni hialuronsav karaktere a kezelés fennállása vagy hiánya esetén. a mintát külön-külön. Pozitív kontrollként 6-O-palmitoil-lazkorbinsavat alkalmaztunk. A kísérletet három példányban végeztük.

2.8. A xantin-oxidáz aktivitás in vitro vizsgálata

A xantin-oxidáz (XO) gátló potenciált a korábban leírt módszer szerint végeztük [15]. Az XO oxidációja során a hidrogén-peroxid felszabadulása miatt keletkező színt 570 nm-en mértük az EPOCH™ "MICROPLATE READER (BIOTEK)" lemezolvasóval. Negyvennégy mikroliter xantin-oxidáz puffert összekeverünk 2 µl xantin szubsztrát oldattal és 2 µl XO-val. L-mimozint alkalmaztunk pozitív kontrollként. Ezt a kísérletet három párhuzamosban végeztük.

2.9. A tirozináz aktivitás in vitro vizsgálata

Az egyes flavonoidok tirozináz gátló aktivitását a DOPAchrome eljárás alkalmazásával figyelték meg, amely megfelel Momtaz és munkatársai sémájának. 2008 [16], amelyet Nerya et al. 2003 [17], valamint Curto et al. 1999 [18]. A tirozináz gátló aktivitást a következő egyenlettel mértük: gátló aktivitás ( százalék )=(1 − A/B) × 100, (9) ahol A és B a keverék abszorbanciája a keverék jelenlétében vagy hiányában teszt flavonoid, ill. Minden kísérletet három példányban végeztek.

3. Eredmények és megbeszélés

3.1. A C. reticulata magvak fitokémiai vizsgálata

UV, 1H és DEPT-Q NMR segítségével az irodalommal való összehasonlítás mellett néhány hiteles minta felhasználásával az ismert vegyületek: kaempferol 1 [19], kaempferol-40 -O- -Dglucopyranoside 2 [19], kaempferol -7-O- -D-glükopiranozid 3 [19], 2-hidroxi-genisztein 4 [19], heszperetin 5 [19], 3000 (1000-O- - D-glükopiranozil)-szacharóz 6 [20], 6(1000 -O- -Dfruktofuranozi)-30 (1"-O- -D-glükopiranozil)-szacharóz 7 [20 ], 1-O-elaidoil-glicerin 8 [21], 1- O-oleoil-2- palmitoil-glicerin 9 [22], 1-O-oleoil-glicerin 10 [ 21], (E)-3-((4-metil-heptil-oxi)-karbonil)-akrilsav 11 [23], (E)-3-((6-metil-nonil-oxi) A karbonil)akrilsavat 12 [23] és a -szitoszterint 13 [24] (1. ábra) azonosították a C. reticulata magvak nyers etanolos kivonatából. Az összes azonosított 11. és 12. vegyületet itt különítettük el először a Citrus nemzetségből (1. ábra). 1. és S1–S28. ábra.. Érdemes megjegyezni, hogy a C. reticulata légi részein, köztük a gyümölcsökben széles körben elterjedt flavanonokkal és flavonokkal ellentétben a flavonolok a magvakban a flavonoidok domináns típusai.

3.2. In Silico vizsgálat

Az izolált vegyületek biológiai aktivitásának jellemzésére egy sor in-silico alapú elemzésnek vetettük alá őket. Először is az izolált flavonoidokra (1–5) összpontosítottunk kezdeti virtuális szűrési lépésünkben, mivel a flavonoidok jól ismert bioaktív növényi másodlagos metabolitok. Ezenkívül a fennmaradó izolált vegyületek (6–13) gyakori elsődleges metabolitok, amelyek valószínűleg nem rendelkeznek terápiás hatékonysággal.

Az 1-5 flavonoidok szerkezetét dokkoló alapú virtuális szűrésnek vetettük alá szinte minden PDB-ben található fehérje ellen. Ehhez az előzetes virtuális szűrési feladathoz az online platformot, az idTargetet alkalmaztuk [8]. A visszanyert pontszámokat a legnagyobb negatív értéktől a legkisebbig listaként kértük le. –10 kcal/mol döntő affinitási pontszámot határoztunk meg kivágási értékként, hogy kiemeljük a jó célpontokat minden egyes izolált flavonoid esetében (1–5). Számos érdekes molekuláris célpontot találtunk valószínűleg jó célpontnak ezeknek a rokon vegyületeknek, beleértve a protein kinázokat és szintázokat (1. táblázat).

Érdekes módon három közös molekuláris célpontról számoltak be ezen flavonoidok, a hialuronidáz, a xantin-oxidáz és a tirozináz enzimek között. Ezek az enzimek az egészséges bőr megőrzéséhez kapcsolódnak [25–30], ezért az előzetes virtuális szűrési lépés feltételezhetően ezeket a flavonoidokat a bőrápolást elősegítő szerekként azonosította.

3.3. Molekuláris dinamika szimuláció és abszolút kötési szabadenergia számítás

Az előzetes dokkoláson alapuló szűrési lépés további alátámasztására megbecsültük az 1–5. számú vegyületek abszolút kötési szabad energiáit (∆Gbinding) hialuronidáz, xantin-oxidáz és tirozináz enzimekkel az MDS-függő módszerrel, nevezetesen a szabadenergia-perturbációs módszerrel ( FEP) [26,31].

Amint a 2. táblázatban látható, csak a 2., 3. és 5. vegyületek voltak képesek elérni a legnagyobb affinitást a hialuronidáz, xantin-oxidáz és tirozináz enzimekkel szemben –8,1 és –9,9 kcal/mol közötti ∆őrlési értékekkel. A fennmaradó vegyületek –6 kcal/mol-nál magasabb ∆G kötési értéket kaptak.

További 50 ns MDS-kísérleteket végeztünk a 2., 3. és 5. számú vegyületek hialuronidáz, xantin-oxidáz és tirozináz enzimekkel való kölcsönhatásainak és kötési stabilitásának vizsgálatára. A 2. ábrán látható módon mind a 3. vegyület, mind a kokristályosodott ligandum hasonló kötési stabilitást ért el az enzim kötőhelyén belül az MDS során, az RMSD ~2,8 Å volt a kezdeti dokkolási helyzethez képest. A 2 0 vegyület RMSD-jei is hasonlóak voltak a 3. vegyületéhez 28,7 ns-ig, amikor valamivel magasabban kezd eltérni a 3. vegyülettől és a kokristályosodott ligandumtól, így az átlagos RMSD 3,8 Å az MDS során. A 2. és 3. vegyület MDS-éből és a kokristályosodott ligandumból származó utolsó pillanatfelvétel azt mutatta, hogy a TYR-75, ASP-129 és a GLU-131 a H-on keresztül kölcsönhatásba lépő aminosav-maradékok. kötés.

Ami a xantin-oxidázt illeti, a 3-as vegyület stabil kötődést ért el az aktív helyén belül az MDS során, átlagosan 2,6 Å RMSD-t regisztrálva, amely konvergens a kokristályos inhibitoréhoz (RMSD ~ 2,4 Å). A 3-as vegyület ilyen stabil kötődése nyilvánvalóan a H-kötések hálózatának köszönhető, amelyet LYS-771, PHE-798, GLU-802, SER-876, ARG{{ 12}}, PHE-911, ARG-912 és THR-1010 (3. ábra).

Végül az 5-ös vegyület a tirozináz aktív helyén belül is stabil volt az 50 ns MDS alatt, átlagos RMSD-értéke 4,9 Å, ami magasabb, mint a kokristályosodott inhibitoré (RMSD ~3,8 Å). Amint az az utolsó MDS-eredetű pillanatfelvételen látható, az 5-ös vegyület képes volt kölcsönhatásba lépni a két Zn2 plusz ionnal, hasonlóan a kokristályosodott inhibitorhoz. Ezenkívül számos H-kötéssel stabilizálták, amelyek LYS-198, GLY-209, TYR-362, ARG-374 és THR-391 (4. ábra) ).

【További információ: david.deng@wecistanche.com / WhatApp:86 13632399501】