A Cistanche Deserticola feniletanoidjainak antioxidáns hatásai

Kapcsolatfelvétel: Audrey Hu Whatsapp/hp: 0086 13880143964 E-mail:audrey.hu@wecistanche.com

Quanbo Xiong/Shigetoshi Kadota", Tadato Tani,6 és Tsuneo Namba"

A Cistanche deserticola szárából származó aceton-H2O (9:1) kivonat erős szabad gyökfogó aktivitást mutatott. Ebből a kivonatból kilenc fő fenil-etanoid vegyületet izoláltak. NMR-vizsgálattal akteozidként, izoakteozidként, l^acetil-lakteozidként, tubulozid B-ként, echinakozidként, tubulozid A-ként, sziringalid A-3z-a-ramnopiranozidként, cisztanozid A-ként és cisztanozidként F-ként azonosították őket. Ezek a vegyületek mindegyike erősebb szabadgyök-megkötő aktivitást mutatott, mint -tokoferol az 1,1 -difenil-2-pikrilhidrazy 1 (DPPH) gyökön és a xantin/xantin-oxidáz (XOD) által generált szuperoxid anion gyök (Oj). A kilenc vegyület közül az izoakteozid és a tubulozid B, amelyek koffeoilcsoportja a glükóz d'-helyzetében van, gátló hatást mutatott az XOD-ra. Tovább vizsgáltuk ezeknek a feniletanoidoknak a lipidperoxidációra gyakorolt ​​hatását patkánymáj mikroszómákban, enzimes és nem enzimatikus módszerekkel indukálva. Ahogy az várható volt, mindegyik szignifikáns gátlást mutatott mind az aszkorbinsav/Fe2 plus, mind az ADP/NADPH/Fe3 plus indukált lipidperoxidációban patkánymáj mikroszómákban, amelyek erősebbek voltak, mint az a-tokoferol vagy a kávésav. Azt találták, hogy az antioxidáns hatást a molekulában lévő fenolos hidroxilcsoportok számának növekedése fokozza.

Kulcsszavak: Cistanche deserticola; feniletanoidok;antioxidáns; DPPH (1,1 -difenil-2-pikrilhidrazil) gyök; szuperoxid anion gyök; lipidperoxidáció

Cistanche deserticola szára

A Cistanche spp. (Cistanche Herba, Orobanchaceae család) egy tonik a hagyományos kínai gyógyászatban, amelyet a vese elégtelenségére használnak, amelyet impotencia, hidegérzet az ágyékban és térdben, női sterilitás és a bélszárazság miatti székrekedés jellemez az időskorban.Számos összetevőt izoláltak ezekből a növényekből, beleértve a feniletmoidokat (néha fenilpropanoidoknak is nevezik),2) iridoidokat3* és poliszacharidokat4). Sato és munkatársai5} arról számoltak be, hogy ebből a nyers drogból egyes fenil-etanoloidok védőhatást mutattak mind a szexuális, mind a tanulási viselkedés csökkenése ellen függő, stresszes egerekben. A feniletanoidok ezeknek a növényeknek a fő alkotóelemei, és úgy vélik, hogy hozzájárulnak a gyógyszer különféle hatásaihoz.6)

A feniletanoidok széles körben elterjedtek a növényvilágban, és némelyikük anoxia-ellenes, 7) daganatellenes, 8) enzimgátlási, 9* gyulladáscsökkentő, 10) vesegyulladás elleni, 1 n antimikroorganizmus-ellenes hatásúnak bizonyult. immunmoduláció.12) Néhány Pedicularis-ból származó feniletanoid antioxidáns hatásáról is beszámoltak,13 -15), de nem találtak olyan jelentést, amely a Cistanche fajokból származó feniletanoidok antioxidáns hatásával foglalkozott volna.

Köztudott, hogy a szabad gyökök kritikus szerepet játszanak a különböző patogenezisekben, mint például a rák, a szív- és érrendszeri betegségek, az ízületi gyulladás, a gyulladások, valamint az öregedéssel kapcsolatos degeneratív folyamatok.16™18) Természeti erőforrásokból származó öregedésgátló szerek kiszűrésében. , azt találtuk, hogy a Cistanche deserticola szárának CHC13 (C), EtOAc (E), aceton (A), aceton-H2O (9:1) (AH) és vizes (H) kivonata erős DPPH-t mutatott. gyökfogó aktivitást (1. ábra), amelyek közül a legerősebbet az aceton-H2.(9:1) kivonat (AH) mutatta. Az aceton-H2O (9:1) kivonat nagy arányban tartalmazott feniletanoidokat, amelyek valószínűleg a szabad gyökfogó hatás aktív alkotóelemei voltak. Ebből a kivonatból izoláltuk a főbb feniletanoidokat, és megvizsgáltuk az antioxidáns hatásukat a DPPH gyökön és a xantin/XOD által generált szuperoxid anion gyökön, valamint az aszkorbinsav/Fe2 plus és az ADP/NADPH/Fe3 plus által indukált lipidperoxidáció gátlásán keresztül patkánymájban. mikroszómák.

Cistanche deserticola

ANYAGOK ÉS METÓDUSOK

Reagensek: poliamid C-200 (75 μ150/zm) és szilikagél (Wakogel C-200, 75–150^m) por oszlopkromatográfiához, DPPH (1,1 -difenil{{ A 8}}pikrilhidrazilt, a xantint, a XOD-t (xantin-oxidáz), az NBT-t (nitroblue tetrazólium), az ADP-t, a g-NADPH-t, a kávésavat és az a-tokoferolt a Wako Pure Chemicals-tól (Oszaka, Japán) vásároltuk. A malonaldehid-bisz(dimetil-acetál) a Tokyo Kasei-ből (Tokió, Japán) származott. A BSA (borjúszérum albumin) és az allopurinol a sigma, St. Louis, USA Más vegyszerek analitikai minőségűek voltak.

Műszerek UV abszorbanciáját mértük aShimadzu UV-2200 felvételi spektrofotométer, az NMR-spektrumokat JEOL GX-400 vagy JEOL JNM-LA 400WB FT NMR rendszerrel vittük fel.

Növényi anyagok Kereskedelmi nyers gyógyszer (Nei Monggolban gyártva, a Bozhou nyers gyógyszerpiacon, Anhui tartományban, Kínában vásárolták, 1995; az utalványminta, TMPW No. 15479, letétbe helyezve a Materia Medica Múzeumban, az Etnomedicina Analitikai Kutatóközpontjában, Kutatás A Toyama Orvosi és Gyógyszerészeti Egyetem Wakan-Yaku Intézetét) a Cistanche deserticola YC Ma törzseként azonosították, összehasonlítva morfológiai és anatómiai jellemzőit a kínai Sanghaji Orvostudományi Egyetem Farmakognóziai Tanszékének Dawen Shi professzora által biztosított hiteles mintával.

Extrahálás és izolálás A porított nyers gyógyszert (5,87 kg) egymás után CHC13-mal (12, 9 1x2) és EtOAc-vel (9 1 x 3) extraháltuk szobahőmérsékleten, majd acetonnal (9 1) ​​visszafolyató hűtő alatt forraltuk. x 3), aceton-玦0 (9:1,91x3) és H2O (7,{18}}x4), így a CHC13 (C) (28,7 g), EtOAc (E) ( 13,4 g), aceton (A) (95 g), aceton-H2O (9:1) (AH) (175 g) és H2O (H) (2,51 kg), rendre. Az aceton-H2O (9:1) kivonat lOOg egy részét poliamid C-200 (4{{50}}0 g) oszlopra helyeztük, és H2O-val ({{41) eluáltuk. }}), majd MeOH (5 1). A MeOH eluenst (20 g) szilikagél (600 g) oszlopra töltöttük, és CHCl3-MeOH-H2O (8:3:0,3) (5 1) eleggyel eluáltuk, így 10 frakciót kaptunk. Mindegyik frakciót Sephadex LH{54}} oszlopnak vetjük alá, és különböző arányú MeOH-H2O-val eluáljuk (0-50%); kilenc fő feniletanoid: 1 (607 mg), 2 (286 mg), 3 (43 mg), 4 (187 mg), 5 (1,1 g), 6 (100 mg), 7 (208 mg), 8 (168 mg) 9 (75 mg) vegyületet kaptunk.

Állatok Hím Std: Wistar patkányokat (8 hetesek, 230±250 g) használtunk. Az állatokat a Shizuoka Laboratory Animal Centertől vásároltuk, és laboratóriumi pellet táptal (Clea Japan) etették őket, és ad libitum vizet kaptak.

Patkánymáj mikroszomális szuszpenzió készítése A patkánymáj mikroszomális frakcióját Kiso et al.19) módszerével állítottuk elő, de fenobarbitál előkezelés nélkül. Az állatok 24 órás éheztetése után a májat jéghideg 0,9 százalékos NaCl-oldattal in situ perfundáltuk, majd vékony darabokra vágtuk, és hideg 1,15 százalékos KC1-oldatban homogenizáltuk (1.{{9}). } ml/g nedves májtömeg). A homogenizátumot négyszer hígítottuk 1,15%-os KC1-oldattal, és 8000 g-vel centrifugáltuk 20 percig 4 fokon. A felülúszó frakciót ezután összegyűjtöttük, és 105 000 g-vel 60 percig ultracentrifugáltuk. A kapott pelletet ugyanilyen térfogatú 1,15%-os KC1-oldatban újraszuszpendáltuk. A fehérjetartalmat Lowry et módszerével határoztuk meg, standardként albumint használva.

Mintaelőkészítés A vizsgált mintákat vízben vagy etanolban oldottuk, és vízzel különböző koncentrációkra hígítottuk. Az etanol végső koncentrációja 1 százalék alatt volt az összes vizsgálati rendszerben, kivéve a DPPH gyökfogó assay-t. Az 1 százalék alatti végkoncentrációjú etanol nem mutatott hatást ezekre a vizsgálati rendszerekre.

DPPH gyökfogó hatás A befogó hatás megfelelt a DPPH gyök kioltásának intenzitásának, amint azt Hatano és munkatársai leírták.21) Ötszáz /A 60 ΍m DPPH-t etanolban adtunk 500 /zl mintaoldathoz, és hagytuk reagálni. 30 percig szobahőmérsékleten, majd az optikai sűrűséget 520 nm-en mértük. Vakpróbához DPPH-oldat helyett EtOH-t, a kontrollhoz H2O-t használtunk mintaoldat helyett. Az IC50-értékeket regressziós egyenesekből számítottuk ki, ahol az abszcissza a vizsgált vegyület koncentrációját, az ordináta pedig a DPPH-gyök átlagos százalékos csökkenését négy különálló tesztből jelentette.

Hatások a szuperoxid-anion gyökök keletkezésére A szuperoxid anionok képződését a xantin/XOD rendszerben Imanari és munkatársai módszerének fele méretével határoztuk meg.22) 900/zl keverékből álló keverék. 0,05 mM Na2CO3-t (pH 10,2), 50 µl egyenként 3 mM xantint, 3 mM EDTA-t, 1,5 mg/ml BSA-t, 0,75 mM NBT-t és a vizsgált mintát adtunk hozzá 50 ul 0,1 mg/ml XOD-val a reakció. 30 perces inkubálás után a reakciót 50 ul 6 mM CuCl2-dal leállítottuk, és az abszorbanciát 560 nm-en mértük. A kontrolloldatot ugyanígy készítettük, de a mintaoldat helyett 50 /il H2O-t használtunk. Vakoldatban 50 µl H2O-t használtunk XOD oldat helyett. Az IC50-értékeket regressziós egyenesekből számítottuk ki, ahol az abszcissza a vizsgált vegyület logaritmikus koncentrációját, az ordináta pedig az NBT-csökkenés átlagos százalékos gátlását 4 függő tesztben.

Az XOD aktivitására kifejtett gátló hatások Az XOD aktivitására kifejtett gátló hatásokat Hatano és munkatársai* módszerével becsülték meg, némi módosítással. Egy keverék, amely 600/11 pufferből (0,1 mólos foszfátoldat, pH 7,5), 50 μ XOD-oldatból (0,068 U/ml pufferben) és 50 卩 1 mintaoldatot előinkubáltunk 10 percig 25 °C-on. Ezután 300 µl xantin oldatot (0,1 mM pufferben) adtunk az elegyhez, és a kapott oldatot 30 percig 25 °C-on inkubáltuk. Az enzimreakciót 1 n HC1 (100 /zl) hozzáadásával állítottuk le, és a reakcióelegy abszorbanciáját 295 nm-en mértük. A keverékben képződött húgysav koncentrációját az abszorbanciából számítottuk ki, miután levontuk a fent leírt módon elkészített vakoldat abszorbanciáját, azzal az eltéréssel, hogy az XOD oldatot 50 ng/zl pufferrel helyettesítettük. Az XOD-re kifejtett gátló hatást a húgysav képződésének százalékos gátlásával ( százalék ) fejeztük ki a kontrollhoz viszonyítva, ahol a mintaoldat helyett vizet használtunk. Pozitív kontrollként a jól ismert XOD inhibitort, az allopurinolt alkalmaztuk.

A lipidperoxidációt gátló hatások patkánymáj mikroszómákban Az aszkorbin/Fe2 plus által nem enzimatikusan indukált és az ADP/NADPH/Fe3 plus által enzimatikusan indukált patkánymáj mikroszómákban a lipidperoxidációt Kiso és munkatársai 19) módszerével mértük, némi módosítással. .

a) Aszkorbinsav/Fe2 plusz indukált lipidperoxidáció patkánymáj mikroszómákban: A reakcióelegy 390/11 100 mM KC1/45 mM Tris-HCl-ből (pH 8,0), 50 pl. mikroszomális frakció 1,15% KC1-ben (20 mg fehérje/ml) és 50 μl mintaoldatban. 10/11 10 mM aszkorbinsav/0,5 mM FeS04 oldat hozzáadása után, majd 37 °C-on 20 percig inkubáltuk, majd a reakcióelegyet jégben lehűtöttük a reakció leállítására. A lipidperoxidációt tiobarbitursav módszerrel24 mértük, és MDA (malondialdehid) termelésben fejeztük ki. Hogy

b) ADP/NADPH/Fe3 plusz indukált lipidperoxidáció patkánymáj mikroszómákban: A reakcióelegy 29 0° 100 mM KC1/45him Tris-HCl-t (pH 8,0), 50/l mikroszóma szuszpenziót tartalmazott 1,15 százalékos KC1-ben. (20 mg fehérje/ml) és 50 μ minta vízben. 50 µl frissen készített 20 mM ADP-t, 50 µl 1 mM NADPH-t és 10 µl 2 mM FeCl3-ot adtunk hozzá, majd 37 °C-on 30 percig inkubáltuk. A lipidperoxidációt mértük és az IC50-et a fenti módszerrel számítottuk ki.

A cistanche előnyei: védi a májat

EREDMÉNYEK

Szerkezetmeghatározás ^H-NMR és 13C-NMR adatainak közvetlen összehasonlítása az irodalommal,2* a kilenc feniletanoidot 2,-acetil-lakteozid (1), cisztanozid A (2), tubulozid A (3), echinakozid ( 4. ábra), akteozid (5), sziringalid A 3'-a-ramnopiranozid (6), tubulozid B (7), izoakteozid (8) és cisztanozid F (9) (2. ábra). Az akteozid, a feniletanoidok reprezentatív vegyülete esetében azonban a C-3 és C-4 13C-NMR-jeleinek hozzárendelése az aglikonrészben, C-3, C-4 , C-5 és C-6 a kávécsoportban a korábbi jelentésekben25) zavaróak voltak. A 2D-NMR módszerrel, mint például a HMBC és a HMQC, egyértelműen hozzárendeltük az akteozid mint aglikoncsoport 13C-NMR adatait Cl: 131,49, C-2: 117,14, C-3: 146,07, C{ {41}}: 144,62, C-5: 116,34, C-6: 121,29, Ca: 72,33, C# 36,54; koffeoil-rész Cl: 127,63, C-2: 115,26, C-3: 146,79, C-4: 149,78, C-5: 116,55, C-6: 123,24 , Ca: 168,33, Cg: 114,68, Cy: 148,04; glükóz C-l': 104,16, C-2': 75,97, C-3': 81,66, C4: 70,39, C-5': 76,16, C-6' : 62,35; és ramnóz rész: Cl: 102,99, C-2: 72,22, C-3: 72,05, C-4: 73,79, C-5: 70,58, C-6 : 18.46.

E kilenc feniletanoid szerkezet-aktivitás összefüggéseit DPPH gyökök és xantin/XOD által generált szuperoxid anion gyökfogó aktivitása, aszkorbinsav/Fe2 plus és ADP/NADPH/Fe3 plus által indukált lipidperoxidáció alapján vizsgáltuk patkánymáj mikroszómákban. Pozitív kontrollként kávésavat és a-tokoferolt használtunk, amelyek jól ismert szabadgyökfogók és antioxidánsok.

DPPH Radical Scavenging Activity All of the nine phenylethanoids showed stronger DPPH radical scav-enging activity than either a-tocopherol or caffeic acid, except that cistanoside A (2), syringalide A 3'-a-rhamno- pyranoside (6) and cistanoside F (9) showed weaker activity than caffeic acid (Fig. 3). The activity order was tubuloside B ⑺(IC50 = 2.99 ^m) > echinacoside ⑷ (IC50 = 3.29 fiM)M 2z-acetylacteoside ⑴(IC50 = 3.30 /im) M tubuloside A (3) (IC50 = 3.34/im) acteoside (5) (IC50 = 3.36 〃m)> isoacteoside (8) (IC50 = 3.49 ^m) >caffeic acid (IC50 = 4.79 /2M)> cistanoside A (2) (IC5O = 4.87 /im)>sziringalid A S'-a-ramnopiranozid (6) (IC5O=5.52 /zm) > cisztanozid F (9) (IC50=6.29 /im) > a-tokoferol (IC{{10) }}.2//m). Tubulozid B ⑺, echinakozid (4), 2/-acetil-acetozid (1), tubulozid A (3), akteozid (5) és izoakteozid (8) (IC5O=2.99一3,49 /im), amelyek mindegyike négy fenolos hidroxilcsoport a molekulában, hasonlóan erősebb aktivitást mutatott, mint a cisztanozid A (2), amelynek aglikonrészének 3-OH-ja metilezett. Sziringalid A 3z-a-ramnopiranozid (6), amelynek csak egy OH-csoportja van az aglikon-részben, viszonylag gyenge aktivitást mutatott. A Cisztanozid F (9), amely csak két hidroxilcsoportot tartalmaz a koffeoil-résznél, de nem tartalmaz fenil-etanol-aglikont, a leggyengébb aktivitást mutatta.

Effects on Superoxide Anion Radical Generation All the tested compounds exhibited a stronger inhibitory activity than a-tocopherol but weaker than caffeic acid on the generation of superoxide anion radical (Fig. 4). The activity order was caffeic acid (IC5()= 1.82jUM)>2'- acetylacteoside (1) (IC50 = 2.25 /im) tubuloside B ⑺ (IC50 = 2.34jUM) >echinacoside (4) (IC50 = 2.74juM)^ isoacteoside (8) (IC50 = 2.88 /zm) acteoside (5) (IC50 = 2.89 f/M) >cistanoside F (9) (IC5o = 3.13 rm) tubuloside A (3) (IC50 = 3.17 jUM)syringalide A 3'-a-rhamnopyrano- side (6) (IC50 = 3.20^m)>cisztanozid A (2) (IC5O=3,69 jUm) > a-tokoferol (IC50 > 10 〃m).

Az XOD-aktivitást gátló hatások Csak az izoakteozid (8) és a tubulozid B (7), amelyek koffeoilcsoportja a glükóz 6z-helyzetében van, gátló hatást gyakorolt ​​az XOD és más feniletanoidok aktivitására, amelyek koffeoilcsoportot tartalmaznak a ^- A glükóz helyzete nem mutatott hatást a vizsgált koncentrációknál (25±200 m) (1. táblázat). ebből a kivonatból kilenc fő fenil-etanoid vegyületet izoláltunk, és szerkezetüket NMR-rel határoztuk meg. rendszer, mint tubulozid B (7)M2'-acetil-lakteozid (1) izo-akteozid (8) echinakozid (4) tubulozid A (3) M acteo oldal (5) > sziringalid A 3'-a-ramnopiranozid (6) > cisztanozid A (2) > cisztanozid F (9); ADP/NADPH/Fe3 plus rendszerben tubulozid B (7)2,-acetil-lakteozid (^^izoakteozid (8) akteozid (5) > tubulozid A (3) > echinaco oldal (4) > sziringalid A 3z-a-ramnopiranozid (6) > cisztanozid A (2) > cisztanozid F (9). Mindkét sorrend hasonló volt a fenti szabad gyökfogó tesztekhez, különösen a DPPH gyökfogó teszthez. Mégis, a fenolos hidroxilcsoportok száma a molekulában A patkánymáj mikroszómáiban a lipidperoxidáció gátlásában játszotta a legfontosabb szerepet.

a cistanche hatásai

VITA

A Cistanche deserticola szárának különböző oldószeres kivonatainak szabad gyökfogó aktivitását DPPH gyökön teszteltük, és azt találtuk, hogy az aceton-H2O (9:1) kivonat mutatta a legerősebb aktivitást. A szabad gyökfogó aktivitás aktív összetevőinek megtalálásához ebből a kivonatból kilenc fő fenil-etanoid vegyületet izoláltunk, és szerkezetüket NMR-rel meghatároztuk.

Ezeknek a feniletanoidoknak az antioxidáns hatását szabad gyökfogó és anti-lipid-peroxidációs aktivitásuk alapján értékelték. Pozitív kontrollanyagként a széles körben ismert a-tokoferolt használták. Ahogy aAz a-tokoferol lipofilitása befolyásolhatja aktivitását a jelen vizsgálati rendszerekben, kivéve a DPPH gyökfogó assay-ben, a kávésavat vettük másik pozitív kontrollként.

Először teszteltük a szabad gyökfogó tevékenységet. Mind a 9 vizsgált feniletanoid kétségtelenül erősebb DPPH-gyök- és szuperoxid-anion gyökfogó aktivitást mutatott, mint az a-tokoferol, de egyesek erősebbek, mások gyengébbek a kávésavnál. A gyökfogó aktivitás a fenolos hidroxilcsoportok számának növekedésével nőtt. A DPPH-gyök és a szuperoxid-anion-megkötő tevékenység nem teljes párhuzamossága a gyökfajták eltérő karakterisztikájának és néhány más, a két reakciórendszerben szerepet játszó tényezőnek tulajdonítható,21,26) mivel a DPPH-gyök egy kémiailag indukált gyök, amely reagál. gyökfogókkal egyszerű kémiai úton, míg a szuperoxid anion gyököt a xantin/XOD, egy enzimreakció hozza létre.

Ha a feniletanoidok gátolják a xantin/XOD által generált szuperoxid-anion gyököt, akkor a gátlás a szuperoxid-anion gyökfogó aktivitásuknak vagy (és) az XOD enzim gátlásának eredményeként tekinthető,23 ezért elvégeztük a gátlásukat. a xantin-oxidáz gátló hatásai. Érdekes, hogy szelektíven csak az izoakteozid (8) és a tubulozid B (7), amelyek koffeoilcsoportja a glükóz 6/-helyzetében van, gátlást mutatott. 25-200 jtiM koncentrációban 3,4xlO^3U/ml (10 kancsó/ml) XOD-ra gyakoroltak hatást, bár aktivitásuk gyengébb volt, mint az allopurinol; más vegyületek, amelyek koffeoil-csoportja a glükóz 《-helyzetében van, nem mutattak gátló hatást. Ez az eredmény szolgáltatta az első jelentést a feniletanoidok XOD enzimre gyakorolt ​​gátló hatásáról. Chan és munkatársai21) arról számoltak be, hogy a kávésav és néhány analógja gátló hatást gyakorolt ​​az XOD aktivitásra, azonban nem találtunk ilyen hatást a kávésavnak a jelen reakciókörülmények között. Ebben a tesztben az XOD-koncentráció hasonló volt a szuperoxid-anion gyökképződésre gyakorolt ​​hatás vizsgálatához (4,3 /zg/ml), de a vegyületek koncentrációja sokkal magasabb volt, mint az utóbbiban. Ezért ezek a feniletanoidok az Oj-generációt a gyökfogó aktivitásuknak köszönhetik, de nem az XOD enzim gátló aktivitásuknak.

Jól ismert, hogy a szabad gyökös láncreakció végül lipidperoxidációhoz vezet.28,29) Ezért megvizsgáltuk ezeknek a fenil-etanoid vegyületeknek a lipid-peroxidációjára gyakorolt ​​hatásukat patkánymáj mikroszómáiban, amelyeket az ADP/NADPH/Fe3 plus enzimrendszer indukál, valamint a lipidperoxidációt. a nem enzimatikus rendszer aszkorbinsav/Fe2 plusz . Mindezek a vegyületek mindkét rendszerben erősebb lipid-peroxidációs hatást mutattak, mint a kávésav és az a-tokoferol. Általánosan elfogadott tény, hogy mindkét rendszert vasionok katalizálják, akár Fe2 plusz vagy Fe3 plus, amelyek a lipid-peroxil gyökökben vesznek részt,30,31), és hogy a hidroxilgyök OH játssza a legfontosabb szerepet a lipidperoxidációban,32 _34) bár egyes jelentések megkérdőjelezik az OH keletkezését.35祁6) Másrészt az OJ szuperoxid anion gyök, amely a gyökláncban lévő e_ O2 elleni támadás elsődleges terméke, meglehetősen gyenge reaktív gyök, és nem eredményezi magát a lipidperoxidációt. Bár ezek a feniletanoidok gyengébb megkötő aktivitást mutattak a szuperoxid-anion gyökön, mint a kávésav, sokkal erősebb lipid-peroxidációs hatást mutattak, mint az utóbbi. Ezért úgy gondoljuk, hogy ezek, mint néhány más aromás, láncbontó polifenol, gátolhatják a fenti lipid-peroxidációt patkánymáj mikroszómáiban azáltal, hogy Fe2 plus vagy Fe3 plus ionokat kelátoznak, valamint megkötik az Oj szuperoxid gyököt a gyökláncreakció lebontására. .37,38) Ezen túlmenően több toxikus gyökfajt is megköthetnek, például hidroxilgyököt és lipid-peroxilgyököt, hogy közvetlenül megszakítsák a lipid-peroxidációt nagyobb hatékonysággal, mint a kávésav.38,39)

Li és mtsai. tanulmányozott néhány fenil-etanoid glikozidot, köztük az akteozidot (verbaszkozidot) (5), az izoakteozidot (izoverbaszkozidot) (1) és az echinakozidot (4) a Pedicularisból, mivel gátolják a linolsav autooxidációját a micellákban, egy nem biológiai rendszer13. az in vitro oxidatív hemolízis elleni védelemért14''1, valamint az NBT/PMS/NADH által generált szuperoxidra kifejtett megkötő hatásukért, valamint az aszkorbinsav/Fe2 plus által kiváltott lipidperoxidáció gátlásáért egérmáj mikroszómákban.15) Hasonló aktivitás -struktúra összefüggést figyeltek meg Li et al. és az eredményeink. Azaz a feniletanoidok lipidperoxidációt gátló aktivitása főként a fenolos hidroxilcsoportok számától és térhelyzetétől függ.15) Sztereokémiájuk alapján az akteozid (5), tubulozid A () koffeoil-molekularészének fenolos hidroxilcsoportjai 3) és az echinakozid (4), amelyekben a koffeoilcsoport a glükóz 4z-helyzetében van, könnyebben hoznak létre hidrogénkötést a ramnozil hidroxilcsoportjaival, mint az izoakteozidon (8) és a tubulozid B-n (7). a koffeoil a glükóz 6'-helyzetében van. Így az utóbbi több szabad fenolos hidroxilcsoportot tartalmazott, mint az előbbi, és ezért erősebb lipid-peroxidációs aktivitást mutatott. Azt is észrevettük, hogy ezeknek a feniletanoidoknak a 2z-acetilezése, bár kismértékben, fokozta antioxidáns hatásukat. Például az akteozid (5) és izoakteozid (8), amikor 2'-acetilezve 2/-acetil-lakteoziddá (1), illetve tubulozid B-vé (7), erősebb aktivitást mutatott mind a négy vizsgálati rendszerben. A sztereokémia és a 2'-acetilezés kiválósága miatt a tubulozid B (7) mutatta a legerősebb antioxidáns hatást a vizsgált minták közül. Talán a 6'-helyzetben egy harmadik cukorrész helyettesítése miatt ez a korreláció nem illeszkedett jól a tubulozid A (3) vagy az echinacoside (4) esetében; azonban az ADP/NADPH/Fe3 plus rendszerben a tubulozid A ⑶ még mindig erősebb lipid-peroxidációs aktivitást mutatott, mint az echinakozid (4).

Ezenkívül a DPPH gyökfogó aktivitásának sorrendje jobb párhuzamosságot mutatott az antilipid-peroxidációéval, mint a szuperoxid-anion gyökfogó aktivitásának sorrendje. Ez ismét bebizonyította, hogy a DPPH gyökfogó vizsgálat kényelmes és megbízható módszer az antioxidáns vizsgálathoz,26) bár a DPPH gyök kémiailag indukált gyök, míg a szuperoxid anion gyök biológiailag endogén gyök lehet.

Összefoglalva, mind a kilenc feniletanoid jelentős szabad gyökfogó aktivitást és lipid-peroxidációt gátló hatást mutatott jelen vizsgálatban. Az antioxidáns hatást a molekulában lévő fenolos hidroxilcsoportok számának növekedése fokozta. Elképzelhető, hogy ezen feniletanoidok itt bizonyított antioxidáns hatásai fontos szerepet játszhatnak a Cistanchis Herba gyógyszer hatásában, és részben magyarázatot adhatnak egyes fenil-etanoidok daganatos, 8* gyulladásos10) és nephritis elleni hatásának mechanizmusára. 1 n amelyben a szabad gyökök komolyan részt vesznek.

Cistsanche Echinacoside: Antioxidáns

IRODALOM

1) Namba T., "The Encyclopedia of Wakan-Yaku (Traditional Sino-Japanese Medicines) with Color Pictures, 5, Vol. II, Hoikusha, Tokió, 1994, 16-17.

2) a) Kobayashi H., Karasawa H., Miyase T., Fukushima S., Chem. Pham. Bull, 32, 3009-3014 (1984); b) Ugyanott, 32, 3880-3885 (1984); c) Ugyanott, 33, 1452-1457 (1985); d) Karasawa H., Kobayashi H., Takizawa N., Miyase T., Fukushima S., Yakugaku Zasshi, 106, 562-566 (1986); e) Ugyanott, 106, 721-724 (1986); /) Kobayashi H., Oguchi H., Takizawa N., Miyase T., Ueno A., Usmanghani K., Ahmad M., Chem. Pharm. Bull., 35, 3309-3314 (1987); g) Yoshizawa F., Deyama T., Takizawa N., Usmanghani K., Ahmad M., uo., 38, 1927-1930 (1990).

3) a) Kobayashi H, Komatsu J., Yakugaku Zasshi, 103, 508, 511 (1983); b): Kobayashi H., Karasawa H., Miyase T., Fukushima S., Chem. Pharm. Bull., 32, 1729-1734 (1984); c) Ugyanott, 33, 3645-3650 (1985).

4) Naran R., Ebringerova A., Hromadkova Z., Patoprsty V., Phytochemistry, 40, 709-715 (1995).

5) Sato T., Kozima S., Kobayashi K., Kobayashi H., Yakugaku Zasshi. 105, 1131-1144 (1985).

6) Jin XL, Zhang QR, China J. Chinese Materia Medica, 19, 695-697 (1994).

7) Yamahara J., Kitani T., Kobayashi H., Kawahara Y., Yakugaku Zasshi, 110, 932-935 (1990).

8) a) Pettit G. R・, Numata A., Takemura T., Ode RH, Narula A, S., Schmidt JM, Cragg GM, Pase CP, J. Nat. Prod., 53, 456-58 (1990); b) Saracoglu I., Inoue M., Calis I., Ogihara Y., Biol. Pharm, Bull., 18, 1396-1400 (1995).

9) Andary C., '4Caffeic Acid Glycoside Esters and Pharmacology/ ed. Scalbert A., Polyphenolic Phenomena, INRA Editions, Párizs, 1993, 237–245.

10) Murai M., Tamayama Y., Nishibe S., Planta Med. 61, 479-80 (1995).

11) Hayashi K., Nagamatsu T., Ito M., Hattori T., Suzuki Y., Jpn. J. Pharmacol., 66, 47-52 (1994).

12) a) Molnar J., Gunics G., Mucsi I., Koltai M., Petri L, Shoyama Y., Matsumoto M., Nishioka L, Acta Microbiol. Hung.. 36, 425-32 (1989); b) Sasaki H., Nishimura T., Morota T., Chin M., Mitsuhashi H" Komatsu Y., Maruyama H., Tu GR, He W., Xiong YL, Planta Med., 55, 4582462 (1989).

13) Li J., Wang PF, Zheng RL, Liu ZM, Jia 乙 J., Planta Med., 59, 315-317 (1993).

14) Zheng RL, Wang PF, Li J., Liu Z. M., Jia ZJ, Chem. Phys. Lipidek. 65, 151-154 (1993).

15) Li J., Zheng RL, Liu 乙 M., Jia 乙 J., Acta Pharmacol. Sinica, 13, 427T30 (1992).

16) Barber DA, Harris SR, American Pharmacy. 34, 26, 35 (1993).

17) Elstner EF, Klin Wochenschr, 69, 949-956 (1991).

18) Martin GR, Danner DB, Holbrook NJ, Ann. Rev. Med., 44, 419-29 (1993).

19) Kiso Y., Tohkino H., Hattori M., Sakamoto T., Namba T., Planta Med.. 50, 298-302 (1984).

20) Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ, J. Biol. Chem. 193, 265-275 (1951).

21) Hatano T., Edamatsu R., Hiramatsu M., Mori A., Fujita Y., Yasuhara T" Okuda T., Chem. Pharm. Bull., 37, 2016-2021 (1989).

22) Imanari T., Hirota M., Miyazaki M., Igaku No Ayumi, 101, 496-497 (1977).

23) Hatano T., Yasuhara T., Yoshihara R., Agata L., Noro T., Okuda T., Chem. Pharm. Bull., 38, 1224-1229 (1990).

24) Ohkawa H., Ohishi N., Yagi K., Anal. Biochem., 95, 351-358 (1979).

25) a) Lahloub M., F., Zaghloul AM, El-Khayat SA, Afifi MS, Sticher O., Planta Med. 57, 481-85 (1991); b) Nishimura H., Sasaki H., Inagaki N., Chin M. (Zhen 乙 X.), Mitsuhashi H., Phytochemistry. 30, 965-969 (1991); c) Budzianowski J., Skrzypczak L., uo., 38, 997-1001 (1995),

26) Marsden SB, Nature (London), 181, 1199-1200 (1958).

27) Chan WS, Wen PC, Chiang HC, Anticancer Res., 15, 703, 708, (1995).

28) Janero DR, Burghardt B., Biochem, Pharmacol.. 37, 3335-3342 (1988).

29) Buettner GR, Arch. Biochem. Biophys., 300, 535-543 (1993).

30) Herbert V., Shaw S., Jayatilleke E., Stopler-Kasdan T., Stem Cells, 12, 289-303 (1994).

31) Aust SD, Miller DM, Samokyszyn VM, Methods Enzymol., 186, 457-463 (1990).

32) Kubota S., Ikegami Y., Kurokawa T., Sasaki R., Sugioka K., Nakano M., Biochem. Biophys. Res, Commun., 108, 1025-1031 (1982).

33) Yagi K., Ishida N., Komura S., Ohishi N., Kusai M., Kohno M., Biochem. Biophys. Res. Commun., 183, 945, 951 (1992).

34) Hockenbery DM, Oltvai ZN, Yin XM, Milliman CL, Korsmeyer SJ, Cell. 75, 241-251 (1993).

35) Bucher JR, Tien M., Aust AD, Biochem. Biophys. Res, Commun., Ill, 777-784 (1983).

36) Yoshida T., Otake H., Aramaki Y., Hara T., Tsuchiya S., Hamada A., Utsumi H., Biol. Pharm. Bull.. 19, 779-782 (1996).

37) Afanas5 EVIB, Dorozhko A. L., Brodskii AV, Kostyuk VA, Potapovitch L A., Biochem. Pharmacol., 38, 1763-1769 (1989).

38) Robak J., Gryglewski RJ, Biochem. Pharmacol.. 37, 837-841 (1988).

39) Chimi H., Morel I., Lescoat G., Pasdeloup N・, Cillard P., Cillard J., Toxicology in Vitro, 9, 695一702 (1995)