3.2. A mediátorkoncentráció hatása a melanin elszíneződésére LMS segítségével

A vonatkozó tanulmányok szerintcistancheegy közönséges gyógynövény, amelyet "az életet meghosszabbító csodanövényként" ismernek. Fő komponense a cistanozid, melynek különféle hatásai vannak, mint plantioxidáns, gyulladáscsökkentő, ésaz immunrendszer működésének elősegítése. A mechanizmus a cistanche ésbőrfehérítésa cisztanche-glikozidok antioxidáns hatásában rejlik. Az emberi bőrben a melanin a tirozin tirozináz által katalizált oxidációjával keletkezik, az oxidációs reakcióhoz pedig oxigén részvétele szükséges, így a szervezetben lévő oxigénmentes gyökök a melanintermelést befolyásoló fontos tényezővé válnak. A Cistanche tartalmazcisztanozid, amely antioxidáns és képes csökkenteni a szabad gyökök képződését a szervezetben, ígygátolja a melanin termelését.

Kattintson a Hol vásárolhatok Cistanche-ra

További információért:

david.deng@wecistanche.com WhatApp:86 13632399501

Vizsgáltuk a mediátor koncentráció hatását a színtelenítési hozamra LMS segítségével (3. ábra). A lacT-t és 100 µM acetosyringont alkalmazó LMS mutatta a legmagasabb elszíneződési hozamot, amely 44-szer magasabb volt, mint a mediátor nélkül. A lacM-ot és 100 µM acetosyringont alkalmazó LMS mutatta a legmagasabb elszíneződési hozamot, amely 6{6}}-szer magasabb volt, mint a mediátor nélkül. Ha lacT-t használtunk LMS-hez, az acetosyringon, sziringaldehid és acetovanillon színtelenítési hozama a koncentráció növekedésével nőtt, majd 100, 50 és 200 µM koncentrációknál érte el a maximumot (3a. ábra). Az acetoziringon és a sziringaldehid alacsonyabb koncentrációban hatékonyabban javította a színtelenítési hozamot, mint az acetovanillon. Amikor csipkét használtunk LMS-hez, a mediátor koncentráció hatása nagyon hasonló volt a lacT-vel kapott eredményhez. Az acetosyringon, sziringaldehid és acetovanillon színtelenítési hozama 100, 50 és 200 µM koncentrációknál érte el a maximumot (3b. ábra). A 200 µM feletti mediátorkoncentráció jelentősen csökkentette a színtelenítési hozamot (az adatokat nem mutatjuk be). Ezért a következő kísérletekhez egy 100 µM mediátort választottunk optimális koncentrációnak. Lloret et al. beszámolt arról, hogy az optimális mediátorkoncentrációt kell használni, mert a lakkázt inaktiválhatja a mediátor nagy koncentrációja [6], míg Khammuang és Sarnthima arról számolt be, hogy a vanillint és vanillinsavat alkalmazó LMS melanin színtelenítő aktivitását nem befolyásolta jelentősen a magas koncentráció 10 mM-re [28]. Az optimális mediátor koncentráció függhet a mediátor típusától és a lakkáz-katalizált reakció célvegyületétől [5,6]. Amikor az LMS katalizálta az izoproturon lebomlását, a bomlási hozam az acetosyringon koncentrációjának növekedésével nőtt, míg a vanillin és a sziringaldehid koncentrációja nem volt összefüggésben a lebomlási hozammal [7].

3.3. Természetes mediátorok citotoxicitása

A természetes mediátorok bőrfehérítő kozmetikai összetevőkként való felhasználásához a mediátorok (acetosyringon, syringaldehid és acetovanillon) citotoxicitását a B16F10 melanoma sejtvonal segítségével vizsgáltuk. A természetes mediátorokat a tenyésztett sejteken kezeltük, és a sejtek életképességét NR vizsgálattal mértük. Ha a tenyésztett sejtekhez 22 mM feletti mediátorokat adtunk, azok jelentősen csökkentették a sejtek életképességét (4. ábra). Ha a mediátor koncentrációja magasabb volt, mint 5 mM, a sejtek életképessége a következő sorrendben nőtt: acetosyringon > syringaldehid > acetovanillon. Ezenkívül az 1 mM-nál kisebb mediátorok nem mutattak gátló hatást a B16F10 melanomasejtekre. Ezek az eredmények azt mutatják, hogy az ebben a munkában alkalmazott optimális 0,1 mM mediátor koncentráció elhanyagolható citotoxicitást mutatott.

3.4. A pH hatása a melanin elszíneződésére LMS segítségével

Az 5. ábra a pH hatását mutatja az LMS színtelenítési hozamára. A mediátor hiánya mutatta a legnagyobb színtelenítési hozamot pH 4-nél, és a színtelenítési hozam a pH növekedésével csökkent (5a. ábra). Ez a profil hasonló a pH lakkáz-katalizált ABTS oxidációra gyakorolt ​​hatásához [37]. Általánosságban elmondható, hogy a lacT optimális aktivitása savas körülmények között, pH 5-nél kisebb, és aktivitása csökken a pH növekedésével. Magasabb pH-n a hidroxid anionok egyesülnek a lacT T2/T3 rézeivel és megzavarják az elektrontranszfert, és a katalitikus aktivitás csökkenését okozzák. A pH LMS-re gyakorolt ​​hatása azonban bonyolultabb, és befolyásolhatja a lakkáz és az oxidált mediátorok aktivitása és stabilitása [1,7]. A lacT színtelenítési hozama acetosziringonnal a pH 7-re történő emelésével nőtt (41 százalék). A lacT sziringaldehiddel és acetovanillonnal történő optimális színtelenítési hozama 32%, illetve 42% volt pH 6-on. Bár a hiány alacsonyabb katalitikus aktivitást mutatott magasabb pH mellett, a melanin elszíneződése a pH növekedésével nőtt. Ezek az eredmények a természetes mediátorok oxidált formáinak nagy aktivitásával és stabilitásával magyarázhatók magas pH-n.

A közvetítő nélküli lacM mutatta a legmagasabb színtelenítési hozamot pH 6-on, a lacM pedig alacsonyabb színtelenítési hozamot mutatott minden pH-tartományban az előzőhöz képest. A csipke optimális pH-ja megközelítőleg 6 volt az ABTS oxidációjához [38]. Ezért a lacM optimális pH-ja közvetítő nélkül hasonló volt a lacM-éhoz az ABTS oxidációhoz. Ha a természetes mediátorokat lacM-mel együtt alkalmaztuk, a színtelenítési hozam nagymértékben függött a reakció pH-értékétől (5b. ábra). A lacM elszíntelenítési hozama természetes mediátorokkal a pH 7-ig történő emelésével nőtt. A lacM maximális színtelenítési hozama acetosyringonnal, sziringaldehiddel és acetovanillonnal 40%, 32% és 33% volt pH 7-en. A magas melanintartalom A semleges pH-n végzett színtelenítő aktivitás a természetes közvetítő anyagokkal ellátott LMS használatát jobbá teszi a bőr számára, mivel az optimális pH-tartomány hasonló a normál bőréhez (5,5 körül).

3.5. A melanin elszíneződésének kinetikai vizsgálata LMS-sel

A melanin LMS-sel acetosyringonnal végzett elszíntelenítésének kinetikai vizsgálatát kvantitatívan megvizsgáltuk, hogy megértsük a természetes mediátorok fokozó hatását (1. táblázat). A mediátor nélküli lacT Km értéke 10.{2}}szer magasabb volt, mint az acetosyringonnal végzett lacTé. Ez azt jelenti, hogy a melanin iránti affinitást nagymértékben fokozta a mediátor alkalmazása. A lacT macska értéke a mediátorral 22{4}}szer magasabb volt, mint a mediátor nélküli lacTé. Ez azt jelzi, hogy a közvetítő jelentősen megnövelte az elszíneződési sebességet. A lacT specificitási állandója (kcat/Km) 247-szeresére nőtt acetosyringon mediátor alkalmazásával. Ezek az eredmények egyértelműen azt mutatják, hogy a melanin korlátozott hozzáférését a lakkáz aktív helyéhez az acetosyringon legyőzte. A mediátor nélküli lacM Km értéke 2{7}}szer magasabb volt, mint az acetosyringonnal végzett lacM értéke. A melanin affinitása mediátor alkalmazásával fokozható. Az acetosyringonnal végzett lacM melanin affinitás növelése azonban alacsonyabb volt, mint a lacT acetosyringonnal végzett hatása. A csipke macskaértéke megközelítőleg 26 százaléka volt a későinek. A közvetítő nélküli csipke nagyon alacsony aktivitást mutatott a melanin elszíneződésében. Azonban a lacM cat értéke a mediátorral 161-szer magasabb volt, mint a mediátor nélküli lacM értéke. A lacM elszíneződési sebességét szignifikánsan növelte a mediátor. Ezért a csipke specificitási állandója 334-szeresére nőtt acetosyringon mediátor alkalmazásával. Ezek az eredmények bizonyítják az acetosyringon hasznosságát a lakkázok közvetítőjeként a melanin elszíneződésében.

3.6. A melanin/cellulóz film színtelenítése LMS-sel

Melanin/cellulóz kompozit hidrogél filmet készítettünk, hogy utánozza a melanint a bőrben. A melanin/cellulóz hidrogél filmet a melanin és a cellulóz [Emim][Ac]-ben való együttes feloldásával lehetett előállítani, amit vízzel történő regenerálás követ. A kapott film átlátszó sötétbarna színű. A melanin/cellulóz hidrogél film színtelenítését lacM acetosyringonnal végeztük 0,1 M citromsav-foszfát pufferben (pH 5,5). A melanin/cellulóz film színe sötétbarnáról halványbarnára változott az LMS-katalizált reakció után (6a. ábra). Ha a melanin/cellulóz film abszorbanciáját a színtelenítési reakció után 400-700 nm tartományban mértük, a melanin/cellulóz film abszorbanciája jelentősen csökkent a teljes hullámhossz-tartományban (6b. ábra). A melanin elszíneződését a melanin/cellulóz film színértékeinek (L*, a* és b*) koloriméterrel történő mérésével is igazoltuk. A ∆L, ∆E, YI és WI értékeket a színparaméterekből számítottuk ki (2. táblázat). Az LMS-sel végzett melanin színtelenítési reakciót követően a melanin/cellulóz film L* (világosság) értéke jelentősen megnőtt, míg az a* (vörösség) és b* (sárgaság) értékei enyhén csökkentek. A minták közötti színkülönbséget jelző ∆E érték 31,1 volt. A 12-nél nagyobb ∆E érték azt jelzi, hogy a film színe a reakció előtt és után meglehetősen különbözik egymástól [31]. A film sárgasága (YI) 209-ről 92-re csökkent a színtelenítési reakció után, míg a fehérsége (WI) 16-ról 43-ra nőtt. Łopusiewicz et al. beszámolt arról, hogy a poli(tejsav)/melanin film YI értéke a melanintartalom növekedésével nőtt, míg a film WI-je csökkent [32]. Ezért a színtulajdonságok változása kvantitatívan megmagyarázza a melanin elszíneződését a melanin/cellulóz hidrogél filmben. Ezek az eredmények azt mutatják, hogy az LMS hatékonyan képes színteleníteni a melanint cellulóz-hidrogél környezetben.

3.7. A melanomasejtek által termelt természetes melanin elszíntelenítése

Az emberi bőrben lévő természetes melanin eumelaninra (fekete-barna) és pheomelaninra (sárgától vörösig) oszlik, míg a tirozin hidrogén-peroxiddal történő oxidációjával előállított szintetikus melanin az eumelanin analógja. Ezért ebben a munkában a melanomasejtek által termelt természetes melanin elszíneződését is vizsgáltuk. A szintetikus melanin és a természetes melanin LMS csipkével és acetosyringonnal történő színtelenítését a 400-700 nm közötti abszorbancia mérésével hasonlítottuk össze (7. ábra). A szintetikus melanin abszorbanciája gyorsan csökkent a reakcióidő növekedésével minden hullámhosszon. A színtelenített természetes melanin abszorbanciája azonban más mintázatot mutatott, mint a színtelenített szintetikus melanin. A színtelenített természetes melanin abszorbanciája 450 nm-nél nagyobb hullámhosszon csökkent, míg 450 nm-nél kisebb hullámhosszon nőtt. További vizsgálatokra van szükség ahhoz, hogy megértsük a színtelenített természetes melanin felszívódásának növekedését.

4. Konklúziók

Ebben a vizsgálatban a melanin elszíneződését az "O2/lakkáz/mediátor" rendszer alkalmazásával érték el, mivel a lakkáz alacsony redoxpotenciáljának és a melaninnak a lakkáz aktív helyéhez való korlátozott hozzáférése miatt alacsony katalitikus aktivitást mutatott a melanin közvetlen oxidációjában. Hétféle természetes mediátort alkalmaztak sikeresen a szintetikus mediátorok (HOBt) helyettesítésére a melanin színtelenítésében LMS-sel lacT és csipke felhasználásával. A vizsgált természetes mediátorok közül az acetosziringon és a két metoxicsoportot tartalmazó sziringaldehid mutatott magas elszíneződési arányt és hozamot. Az egy metoxicsoportot és egy ketoncsoportot tartalmazó acetovanillon egyensúlyi állapotban is magas színtelenítési hozamot mutatott. A természetes mediátorokat tartalmazó LMS magas színtelenítő aktivitást mutatott normál bőr pH-értékén, és a természetes mediátorok citotoxicitása nagyon alacsony volt. Az LMS kinetikai vizsgálata acetosyringont használva a melanin színtelenítésére azt mutatta, hogy az acetosyringon hatékonyan legyőzte a lacT és lacM korlátait azáltal, hogy megnövelte a melanin iránti affinitást és az elszíntelenítő aktivitást. Az LMS acetosyringonnal színtelenítette a bőrt utánzó cellulóz hidrogél filmben lévő melanint. Ezenkívül az acetosyringonnal végzett LMS nemcsak a tirozin oxidációjával előállított szintetikus eumelanin analógokat, hanem a melanomasejtek által termelt természetes melanint is elszíntelenítheti. Így a természetes mediátorokat használó LMS hatékony bőrfehérítő szerként használható a kozmetikai iparban.

Kiegészítő anyagok:Az alábbiak érhetők el online, S1 ábra: A melanin színtelenítése LMS-sel T. versicolor és M. thermophila lakkáz használatával, S2 ábra: A melanin színtelenítési reakciójának kezdeti sebessége T. versicolor és M. thermophila lakkázzal.

A szerző hozzájárulásai:Koncepció, SP, DJ és SHL; Adatkezelés, SHL; Formális elemzés, SP; Finanszírozás megszerzése, SHL; Nyomozás, SP, DJ és HD; Módszertan, SP, DJ és HD; Projekt adminisztráció, SHL; Erőforrások, SHL; Szoftver, JY, DL és SH; Felügyelet, SHL; Érvényesítés, JY, DL, SH és SHL; Vizualizáció, JY, DL és SH; Írás – eredeti piszkozat, SP és DJ; Írás – áttekintés és szerkesztés, SHL Minden szerző elolvasta és elfogadta a kézirat közzétett változatát.

Finanszírozás:Ezt a munkát a Konkuk Egyetem támogatta 2018-ban.

Az intézményi felülvizsgálati bizottság nyilatkozata:Nem alkalmazható.

Tájékozott beleegyező nyilatkozat:Nem alkalmazható.

Adatelérhetőségi nyilatkozat:Nem alkalmazható.

Összeférhetetlenség:A szerzők nem nyilatkoznak összeférhetetlenségről.

Hivatkozások

1. Erős, PJ; Claus, H. Laccase: Múltjának és jövőjének áttekintése a bioremediációban. Crit. Rev. Environ. Sci. Technol. 2011, 41, 373–434. [CrossRef]

2. Mayer, AM; Staples, RC Laccase: Új funkciók egy régi enzimhez. Phytochemistry 2002, 60, 551–565. [CrossRef]

3. Camarero, S.; Ibarra, D.; Martínez, MJ; Martínez, AT: Lignin-eredetű vegyületek, mint hatékony lakkáz-közvetítők különböző típusú ellenszegülő festékek színtelenítésére. Appl. Environ. Microbiol. 2005, 71, 1775–1784. [CrossRef] [PubMed]

4. Campos, R.; Cavaco-Paulo, A.; Kandelbauer, A.; Robra, KH; Gübitz, GM Indigó lebontása Trametes hirsuta és Sclerotium rolfsii tisztított lakkázokkal. J. Biotechnol. 2001, 89, 131–139. [CrossRef]

5. Ostadhadi-Dehkordi, S.; Tabatabaei-Sameni, M.; Forootanfar, H.; Kolahdouz, S.; Ghazi-Khansari, M.; Faramarzi, MA Egyes benzodiazepinek lebontása lakkáz-mediált rendszerrel vizes oldatban. Bioresour. Technol. 2012, 125, 344–347. [CrossRef]

6. Lloret, L.; Eibes, G.; Lú-Chau, TA; Moreira, MT; Feijoo, G.; Lema, JM A gyulladáscsökkentők és az ösztrogének lakkáz-katalizált lebomlása. Biochem. Eng. J. 2010, 51, 124–131. [CrossRef]

7. Zeng, S.; Qin, X.; Xia, L. Az izoproturon herbicid lebontása lakkáz-közvetítő rendszerek által. Biochem. Eng. J. 2017, 119, 92–100. [CrossRef]

8. Ibarra, D.; Romero, J.; Martínez, MJ; Martínez, AT; Camarero, S. Enzimatikus paraméterek feltárása az eukaliptpép optimális delignifikációjához lakkáz-mediátorral. Enzyme Microb. Technol. 2006, 39, 1319–1327.

9. Fillat, A.; Colom, JF; Vidal, T. A lenpép lakkázzal történő biofehérítésének új megközelítése természetes közvetítők segítségével. Bioresour. Technol. 2010, 101, 4104–4110. [CrossRef] [PubMed]

10. Camarero, S.; Ibarra, D.; Martínez, AT; Romero, J.; Gutiérrez, A.; del Río, JC Papírpép delignifikáció lakkáz és természetes közvetítők felhasználásával. Enzyme Microb. Technol. 2007, 40, 1264–1271. [CrossRef]

11. Zerva, A.; Simi'c, S.; Topakas, E.; Nikodinovic-Runic, J. Applications of Microbial Laccases: Patent Review of the Past Decade (2009–2019). Katalizátorok 2019, 9, 1023. [CrossRef]

12. Cañas, AI; Camarero, S. Laccases és természetes közvetítőik: Biotechnológiai eszközök a fenntartható környezetbarát folyamatokhoz. Biotechnol. Adv. 2010, 28, 694–705. [CrossRef] [PubMed]

13. Shleev, S.; Tkac, J.; Christenson, A.; Ruzgas, T.; Yaropolov, AI; Whittaker, JW; Gorton, L. Közvetlen elektrontranszfer réztartalmú fehérjék és elektródák között. Biosens. Bioelektron. 2005, 20, 2517–2554. [CrossRef] [PubMed]

14. Christopher, LP; Yao, B.; Ji, Y. Lignin biodegradáció lakkáz-mediátor rendszerekkel. Elülső. Energy Res. 2014, 2, 1–13. [CrossRef]

15. Bourbonnais, R.; Paice, MG Nem fenolos szubsztrátok oxidációja: A laktáz kiterjesztett szerepe a lignin biológiai lebontásában. FEBS Lett. 1990, 267, 99–102. [CrossRef]

16. Srebotnik, E.; Hammel, KE A nem fenolos lignin lebontása a lakkáz/1-hidroxi-benzotriazol rendszer által. J. Biotechnol. 2000, 81, 179–188. [CrossRef]

17. Baiocco, P.; Barreca, AM; Fabbrini, M.; Galli, C.; Gentili, P. A lakkáz aktivitás elősegítése nem fenolos szubsztrátok felé: Mechanisztikus vizsgálat néhány lakkáz-mediátor rendszerrel. Org. Biomol. Chem. 2003, 1, 191–197. [CrossRef]

18. Fabbrini, M.; Galli, C.; Gentili, P. A lakkáz egyes mediátorainak katalitikus hatékonyságának összehasonlítása. J. Mol. Catal. B-enzim. 2002, 16, 231–240. [CrossRef]

19. González, MD; Vidal, T.; Tzanov, T. Fenolvegyületek elektrokémiai vizsgálata lakkáz-katalizált oxidatív reakciókban. Elektroanalízis 2009, 21, 2249–2257. [CrossRef]

20. Yang, L.; Guo, X.; Jin, Z.; Guo, W.; Duan, G.; Liu, X.; Li, Y. Melanin által inspirált szuperkondenzátorok megjelenése. Nano Today 2021, 37, 101075. [CrossRef]

21. Caldas, M.; Santos, AC; Veiga, F.; Rebelo, R.; Reis, RL; Correlo, VM A melanin nanorészecskék, mint ígéretes eszköz az orvosbiológiai alkalmazásokhoz – Áttekintés. Acta Biomater. 2020, 105, 26–43. [CrossRef]

22. Woo, SH; Cho, JS; Lee, BS; Kim, EK A melanin színtelenítése a Phanerochaete chrysosporiumból származó lignin-peroxidáz által. Biotechnol. Bioprocess Eng. 2004, 9, 256–260. [CrossRef]

23. Kaneko, S.; Cheng, M.; Murai, H.; Takenaka, S.; Murakami, S.; Aoki, K. Phlebia radiata BP-11-2 törzsből származó extracelluláris lakkáz tisztítása és jellemzése, amely elszínteleníti a gombás melanint. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2009, 73, 939–942. [CrossRef]

24. Mohorˇciˇc, M.; Friedrich, J.; Renimel, I.; André, P.; Mandin, D.; Chaumont, J.-P. Gombás eredetű melanin fehérítő enzim előállítása és alkalmazása a kozmetikában. Biotechnol. Bioprocess Eng. 2007, 12, 200–206. [CrossRef]

25. Kim, BS; Blaghen, M.; Hong, H.; Lee, K. Geotrichum sp. egy melanin biodegradációs enzim tisztítása és jellemzése. Int. J. Cosmetic Sci. 2016, 38, 622–626. [CrossRef] [PubMed]

26. Sung, HJ; Khan, MF; Kim, YH A melanin rekombináns lignin-peroxidáz katalizált színtelenítése in situ generált H2O2 felhasználásával fehérítő kozmetikumokban történő alkalmazásra. Int. J. Biol. Macromol. 2019, 136, 20–26. [CrossRef]

27. Shin, SK; Hyeon, JE; Joo, Y.; Jeong, DW; Te, SK; Han, SO Hatékony melaninlebontás egy szinergikus lakkáz-peroxidáz enzimkomplex segítségével bőrfehérítéshez és egyéb gyakorlati alkalmazásokhoz. Int. J. Biol. Macromol. 2019, 129, 181–186. [CrossRef]

28. Khammuang, S.; Sarnthima, R. Szintetikus melaninok színtelenítése a Lentinus polycarpous Lév nyers lakkázaival. Folia Microbiol. 2013, 58, 1–7. [CrossRef] [PubMed]

29. Repetto, G.; del Peso, A.; Zurita, J. Neutral red uptake assay a sejt életképességének/citotoxicitásának becslésére. Nat. Protoc. 2008, 3, 1125–1131. [CrossRef] [PubMed]

30. Castellar, MR; Obón, JM; Fernández-López, JA Az Opuntia stricta gyümölcsökből származó koncentrált vörös-lila betacianin ételfesték izolálása és tulajdonságai. J. Sci. Élelmiszer Agric. 2006, 86, 122–128. [CrossRef]

31. Cserhalmi, Z.; Sass-Kiss, Á.; Tóth-Markus, M.; Lechner, N. Pulzáló elektromos mezővel kezelt citruslevek tanulmányozása. Innov. Food Sci. Emerg. Technol. 2006, 7, 49–54. [CrossRef]

32. Łopusiewicz, L.; J ˛edra, F.; Mizieli ´ska, M. Új poli(tejsav) aktív csomagolóanyag kompozit filmek gomba melaninnal. Polymers 2018, 10, 386. [CrossRef] [PubMed]

33. Pralea, IE; moldovai, RC; Petrache, AM; Ilies, , M.; Heghes, , SC; Ielciu, I.; Nicoară, R.; Moldovan, M.; Ene, M.; Radu, M.; et al. Az extrakciótól a fejlett analitikai módszerekig: A melaninanalízis kihívásai. Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 3943. [CrossRef] [PubMed]

34. Tran-Ly, AN; Reyes, C.; Schwarze, FWMR; Ribera, J. A melanin mikrobiális termelése és különféle alkalmazásai. World J. Microbiol. Biotechnol. 2020, 36, 1–9. [CrossRef] [PubMed]

35. Medina, F.; Aguila, S.; Baratto, MC; Martorana, A.; Basosi, R.; Alderete, JB; Vazquez-Duhalt, R. Lakkáz mediátorok döntési fa elemzésén alapuló előrejelzési modell. Enzyme Microb. Technol. 2013, 52, 68–76. [CrossRef]

36. Fillat, U.; Prieto, A.; Camarero, S.; Martínez, AT; Martínez, MJ Flexográfiás festékek biofestése gombás lakkázokkal, szintetikus és természetes közvetítők felhasználásával. Biochem. Eng. J. 2012, 67, 97–103. [CrossRef]

37. Hong, J.; Jung, D.; Park, S.; Ó, Y.; Ó, KK; Lee, SH A lakkáz immobilizálása térhálósított enzim-aggregátumokon keresztül, amelyeket genipin mint természetes keresztkötő felhasználásával készítettek. Int. J. Biol. Macromol. 2021, 169, 541–550. [CrossRef]

38. Berka, RM; Schneider, P.; Golightly, EJ; barna, SH; Madden, M.; Barna, KM; Halkier, T.; Mondorf, K.; Xu, F. A Myceliophthora thermophila extracelluláris lakkázát kódoló gén jellemzése és az Aspergillus oryzae-ben expresszált rekombináns enzim elemzése. Appl. Environ. Microbiol. 1997, 63, 3151–3157. [CrossRef]

További információ: david.deng@wecistanche.com WhatApp:86 13632399501